Protocolos para la determinación de bancos de semillas de malezas en los agrosistemas - Frank Forcella, Theodore Webster y John Cardina

INTRODUCCIÓN

Existen varias razones para estudiar los bancos de semillas. Tal vez hayan sido Mayor y Dessaint (1998, pp. 95-96) quienes los hayan resumido en mejor forma, para los objetivos agronómicos, tal como sigue:

• Los bancos de semillas son de importancia ecológica y evolucionista en la dinámica de las poblaciones y comunidades de malezas.

• La longevidad de las semillas y las semillas que perduran en el suelo de los años anteriores pueden reducir los efectos de las medidas de control de malezas y, por lo tanto, mantener el problema causado por las mismas. Algunos investigadores han encontrado que, con la excepción de las especies de malezas de semillas grandes, los bancos de semillas son un mejor indicador de la influencia a largo plazo de las prácticas agronómicas que la vegetación que se observa sobre el suelo.

Los bancos de semillas también son estudiados para anticipar los futuros problemas que puedan ser causados por las malezas, para evaluar la biodiversidad y los recursos alimenticios para la fauna granívora y otros objetivos varios. De cualquier manera, los estudios sobre los bancos de semillas tienen para los investigadores un denominador común que típicamente involucra el problema de la adecuación de los sistemas de muestreo. Sin duda, los investigadores que se inician en este campo muestran su preocupación por la metodología del muestreo y la cuantificación de los bancos de semillas. El propósito de este capítulo es proporcionar algunas directrices relacionadas con los protocolos de muestreo para la estimación de la población de semillas de malezas en el suelo.

La reciente publicación de los documentos del simposio editado por Champion et al. (1998) proporciona uno de los mejores compendios de los estudios y metodologías sobre los bancos de semillas. Recomendamos la consulta de esta publicación a los investigadores que desean comenzar a trabajar en bancos de semillas así como de otro tratado valioso que ha sido publicado por Leck et al. (1989). La revisión hecha por Roberts (1981) y los capítulos en Baskin y Baskin (1998) también contienen información útil. De cualquier manera, la primera y más importante recomendación que es posible ofrecer es que los objetivos de todo el experimento deberían estar estrechamente relacionados con la necesidad de contar con información sobre bancos de semillas. ¿El conocimiento sobre la composición del banco de semillas y su densidad proporcionarán indicaciones más útiles que aquellas obtenidas por el conocimiento de la vegetación existente sobre la tierra? Si bien los análisis sobre los bancos de semillas no son por lo general muy costosos, requieren un cierto volumen de trabajo. Por lo tanto, los objetivos de los estudios sobre bancos de semillas deberían ser claros y concisos. Los investigadores deben recordar que un banco de semillas es parte de un sistema dinámico suelo-planta-animal-microorganismos y que el tedioso trabajo necesario para caracterizar el banco de semillas proporciona información solamente sobre ese determinado momento.

La segunda recomendación importante que es posible ofrecer es que no existe un protocolo universal para el muestreo aplicable a todos los estudios sobre bancos de semillas. Cada investigador tiene sus objetivos específicos y limitaciones exclusivas respecto al tiempo y al equipo disponible. Más aún, cada agroecosistema a ser estudiado también tiene características que pueden requerir distintos protocolos experimentales.

Los investigadores de bancos de semillas deben diseñar protocolos adecuados para satisfacer sus objetivos y limitaciones de equipos y trabajo y los sistemas agrícolas en que trabajan. Consecuentemente, los objetivos de este documento son proporcionar directrices que puedan ayudar a los investigadores, sobre todo a aquellos que inician sus actividades en bancos de semillas, y diseñar nuevos estudios sobre bancos de semillas con un mínimo esfuerzo dirigido al desarrollo de protocolos. Con esto no se pretende sugerir que no se diseñen nuevos y más eficientes protocolos; al contrario, es posible recomendar a los nuevos investigadores sobre bancos de semillas no duplicar y repetir protocolos pobres que podrían mejorarse con ligeros cambios. Estas modificaciones pueden no requerir trabajo o gastos adicionales. En algunos casos, solamente el tiempo o el tipo de muestreo podrían requerir alguna alteración.

MUESTREO DE SUELOS

Los bancos de semillas por lo general están confinados a la superficie del suelo o a sus 30 cm. superiores si bien algunas especies perennes pueden mantener las semillas en bancos de semillas sobre la tierra (p. ej., los conos serondos de Pinus contorta Douglas ex Loudon). Por lo tanto, el muestreo del suelo es un componente necesario de los estudios de bancos de semillas. Las preguntas obvias que se pueden presentar son: ¿cuántas muestras de suelo y de qué tamaño deben ser tomadas?

La distribución horizontal de las semillas en el suelo determina, en parte, cuantas muestras de suelo deben ser tomadas. Las semillas de las malezas por lo general no están distribuidas al azar en el campo. Si así lo fuera, los muestreos para los bancos de semillas serían más simples. Al contrario, los bancos de semillas en los campos agrícolas casi siempre están agrupados (Wiles y Schweizer, 1999; Chauvel et al., 1989). Esta agrupación puede ser el resultado de una dispersión muy limitada más allá de las plantas parentales tal como ocurre en las malezas de maduración temprana en cultivos de maduración tardía (p. ej., Avena fatua L. en soja); o en el caso de la dispersión facilitada por el hombre de malezas de maduración sincrónica con los cultivos, cuando las semillas son dispersadas en fajas en el campo como resultado del pasaje de las cosechadoras (p. ej., A. fatua en trigo). Tal agrupación afecta los resultados del muestreo de los bancos de semillas en el suelo.

El modelo espacial de los bancos de semillas por lo general puede ser descrito matemáticamente por una distribución binomial negativa (NBD). De un punto de vista práctico esto significa, concretamente, que muchas muestras representativas de suelo de un banco de semillas para una especie particular podrán no contener semillas, mientras que unas pocas muestras podrán contener un alto número de semillas. Por ejemplo, Jones (1998) encontró que al menos la mitad de las muestras tomadas con un barreno no contenían semillas cuando la densidad media de semillas era de 4 000/m² y que el 75 por ciento de las muestras no contenían semillas cuando las densidades de semillas eran menores de 750/m². Es necesario tener en cuenta que la densidad de semillas cambia el nivel aparente de agrupación. Por lo general, a medida que la densidad de una especie aumenta, el nivel de agrupación disminuye y la facilidad de obtener muestras adecuadas se incrementa, si bien esta generalización en algunos casos puede ser excesiva. Por ejemplo, en la ecuación que describe la NBD, el nivel de agrupación está asociado con el coeficiente k, tal como informaron Chauvel et al. (1989) para varias especies comunes de malezas de zona templada (Tabla 1).

Tabla 1. Estadísticas descriptivas de la distribución de las semillas de cinco o más especies abundantes en un campo en Francia.

N = número total de semillas detectadas en las muestras de suelo (diámetro 4,7 cm., profundidad 30 cm.), m = número medio de semillas por muestra, CV = coeficiente de variación (s/m) y k = coeficiente de agrupación NBD.

La especie más común (mayor valor de m) en la Tabla 1 fue Thlaspi arvense que presentó el menor CV y uno de los valores más altos de k significando esto que no estaban tan agrupadas como en muchas otras especies. La especie menos común fue Fallopia convolvulus que se podría haber supuesto como la más agrupada, si bien en este caso fue la planta menos agrupada (mayor valor de k). Alopecurus myosuroides fue la especie más agrupada (menor valor de k) y su valor de CV fue el mayor y de m casi el menor entre todas las especies. Estos resultados sugieren que la especie más difícil de detectar en este campo específico podría ser A. myosuroides. Sin embargo, con un número y tamaño adecuado de muestras, incluso la densidad de esta última especie podría ser establecida con una cierta certeza.

¿Cuánto suelo es necesario muestrear?

La primera pregunta que debe ser respondida es: ¿cuánto suelo es necesario muestrear para obtener una descripción segura del banco de semillas? La cantidad de suelo muestreado es el producto del número de muestras y el tamaño de esas muestras. El tamaño de las muestras abarca el área de la muestra o diámetro (p. ej., las herramientas para muestrear suelo húmedo son tubos con orificios circulares) y también la profundidad a que se obtiene la muestra.

¿Cuántas muestras?

La ausencia en el suelo de poblaciones de semillas variables al azar presenta problemas para muestrear los bancos de semillas. La pregunta inicial es ¿cuántas muestras de suelo deberían ser extraídas para obtener una representación adecuada de un banco de semillas? Uno de los mejores trabajos publicados en los últimos años sobre este tema es la síntesis de un estudio multinacional y plurienal apoyado por la Sociedad Europea de Investigación sobre las Malezas (European Weed Research Society) (Dessaint et al., 1996).

Una abundante evidencia empírica de las densidades de los bancos de semillas en cinco países mostró una consistente relación entre la media de la densidad del banco de semillas y la varianza. En términos generales, la relación fue definida como: log₁₀ s² = 0,45 + 1,41 log₁₀ m la cual es una adaptación de Ley de Fuerzas de Taylor. A partir de esta relación, Dessaint et al. (1996) derivaron una ecuación que ayuda a aproximarse a un muestreo adecuado basado en diferentes niveles deseados de precisión. La ecuación es:

En esta ecuación, N es el número estimado de muestras necesarias (p. ej., muestras de suelo de 5 cm. de diámetro) para representar adecuadamente un banco de semillas y D representa el nivel deseado de precisión. D es definido como el error estándar de la media dividido entre la media (SE_m / m). El valor de m es dividido entre 509 para convertir el área de una muestra de 5 cm. de diámetro a 1 m². Dessaint et al. (1996) indicaron que un valor de D = 0,3 tenía un nivel práctico de precisión para los estudios sobre bancos de semillas. Creemos que aún un valor de precisión de 0,5 -que es menos preciso que 0,3- puede ser adecuado, dependiendo de los objetivos de los investigadores. Por ejemplo, D tal vez pueda ser establecido entre 0,4 y 0,5 para especies que son relativamente raras pero fácilmente controladas. Por otro lado, especies que son comunes pero difíciles de manejar probablemente requieran valores de D entre 0,2 y 0,3. De esta manera, los esfuerzos para los muestreos pueden ser condicionados por los valores requeridos de la información resultante.

La Tabla 2 presenta soluciones a la Ecuación 1 para densidades hipotéticas de semillas de 10, 50, 100, 500, 1 000, 5 000 y 10 000 semillas/m², cada una de ellas con una precisión de 0,2, 0,3, 0,4 y 0,5. Estos resultados presentados por Dessaint et al. (1996) dependen del uso de muestras de suelo de 5 cm. de diámetro. Los resultados podrían diferir para otros diámetros: sería necesario un mayor número para muestras de menor diámetro y un menor número para muestras más grandes. Sin embargo, tal como se indica más abajo, los núcleos de 5 cm. de diámetro son una medida ideal para los estudios de bancos de semillas y propugnamos el uso de esa dimensión en las herramientas de muestreo de suelos.

Tabla 2. Número de muestras de suelo (diámetro 5 cm.) necesarias para determinar las densidades de los bancos de semillas en cuatro niveles deseados de precisión suponiendo varias densidades de semillas.

--------------Nivel de precisión (D) ------------

Los resultados de la Tabla 2 (Dessaint et al., 1996) también pueden ser específicos para la región en que se recolectaron los datos; si bien esta región fue bastante amplia, abarcó muchos cultivos y tipos de suelo, cruzó varios límites nacionales y se extendió en la zona del Mediterráneo a través de agro-ecosistemas templados. De cualquier manera, el número de muestras necesario para estimar la densidad del banco de semillas no tan grande como otras referencias bibliográficas indican siempre que las densidades de las especies de interés sean mayores a 100 semillas/m². Estos resultados, en términos generales, pueden tener aplicación universal (si bien es posible esperar algunas excepciones) y contribuirán a aliviar el trabajo de los investigadores de bancos de semillas. Debe tenerse en cuenta, sin embargo, que si el objetivo del estudio es caracterizar la flora de semillas y su densidad en forma completa, como en un análisis de una comunidad de malezas, el número de núcleos requeridos es mayor ya que las especies menos comunes serán muestreadas a un nivel de precisión más bajo que las especies más comunes. En los campos agrícolas, más del 90 por ciento de las semillas deberían estar comprendidas entre unas pocas de las más de 30 especies representadas en el banco de semillas. Por lo tanto, algunos de los cambios más interesantes en las comunidades de malezas -como, por ejemplo, cambios en la respuesta al manejo- podrían ocurrir entre las especies menos abundantes por lo que será necesaria una mayor intensidad de muestreo a fin de detectar esos cambios.

Si bien los bancos de semillas varían ampliamente en densidad, el valor medio para los cultivos de campo en Minnesota, Estados Unidos de América, es de cerca de 1 000 semillas/m² (Forcella et al., 1993). La estimación de esta densidad podría requerir 21 muestras para un nivel de precisión recomendado de 0,3 de acuerdo con la Tabla 2. Claramente, las especies con densidades muy bajas (<100 semillas/m²) podrían requerir tantas muestras de suelo que una determinación precisa de sus bancos de semillas no es práctica. Un ejemplo de tales especies es Xanthium strumarium L. Sus semillas se dispersan en cápsulas biseminales de tamaño aproximado de 1 x 2 cm. Hay pocos frutos de ese tamaño producidos en otras malezas con semillas más pequeñas. Por lo tanto, la detección de X. strumarium en los bancos de semillas es rara, excepto en el caso de infecciones densas, por lo que una estimación segura del tamaño de su banco de semillas es más bien dificultosa. A pesar de su importancia como maleza y los deseos de los investigadores de comprender la dinámica de ese banco de semillas, tal especie con semillas grandes no es apta para analizar por medio de bancos de semillas.

¿Qué tamaño de muestra?

El diámetro de la muestra por lo general depende del equipo disponible. Muchos de los equipos manuales para muestreo de suelos fueron desarrollados para las investigaciones pedológicas y la mayor medida disponible es, por lo general, de 2-3 cm. de diámetro. Sin embargo, teóricamente, cualquier diámetro de muestra es adecuado para muestrear bancos de semillas de malezas si bien algunas medidas son sin duda más prácticas que otras.

Como se mencionó anteriormente, para muestrear adecuadamente los bancos de semillas son necesarias menos muestras de gran diámetro que muestras de tamaño pequeño. Sin embargo, con las muestras de diámetros grandes se reúnen rápidamente grandes cantidades de suelo que pueden agobiar al investigador. Por ejemplo, una muestra de 10 cm. de diámetro y 15 cm. de profundidad tiene un peso seco de 1-2 kg. Hipotéticamente, en el caso que se tomen 10 muestras por parcela, el peso total de la muestra -suelo y agua- podría llegar a 20 kg. Si el experimento tuviera 10 tratamientos y cinco repeticiones la masa total de suelo muestreado sería de alrededor de 1 000 kg. Tal cantidad de suelo puede ser difícil de transportar desde el lugar del experimento e incluso de movilizar dentro del laboratorio.

En contraste, el suelo en muestras reducidas (p. ej., 2 cm. de diámetro) podría pesar entre 50 y 100 gr lo cual hace que sea fácil de transportar y manejar. Sin embargo, la posibilidad de detectar semillas en esas cantidades pequeñas de suelo son muy bajas por lo que será necesario aumentar el número de muestras a fin de compensar la operación. Existen pocos estudios que comparan las medidas de las muestras para evaluar la eficiencia del muestreo. Benoit et al. (1989) encontraron que barrenos con diámetros de 1,9, 2,7 y 3,3 cm. no diferían en cuanto a la estimación de semillas de Chenopodium album cuando el volumen de suelo muestreado era similar. Si bien el mayor y el menor de esos diámetros difieren solamente en un factor de 1,7, los volúmenes mayores y menores del suelo muestreado de una sola muestra extraída por esos barrenos diferían en un factor de 3. En otras palabras, se necesitarían el triple de muestras de 1,9 cm. de diámetro comparadas con muestras de 3,3 cm. de diámetro para estimar densidades similares de los bancos de semillas. El trabajo adicional necesario para extraer más muestras pequeñas puede no compensar la facilidad de usar esas muestras de diámetro menor.

Nuestra experiencia indica que las muestras de 5 cm. de diámetro son una solución práctica al problema del tamaño de las muestras. Esta medida de la muestra es lo suficientemente grande como para detectar semillas y lo suficientemente pequeña para no recargar al investigador con un exceso de materiales. En consecuencia, preconizamos su uso en los estudios sobre bancos de semillas.

Sin embargo, hay otros factores involucrados en la elección de los diámetros de los aparatos para obtener muestras. Los factores más importantes son la textura y el contenido de agua del suelo. Los suelos húmedos con un alto porcentaje de arcillas expansivas son sin duda difíciles de extraer de los barrenos de muestreo, especialmente en el caso de tubos pequeños. Los barrenos con diámetros de hasta 10 cm. deberían ser considerados para tal tipo de suelos. La aplicación de aceites no tóxicos (aceites vegetales) al implemento extractor contribuye a evitar que la arcilla se adhiera al barreno. Los orificios en las paredes del tubo, unos pocos milímetros más angostos que el diámetro del tubo de muestreo, también pueden ayudar a prevenir que el suelo se adhiera fuertemente a las paredes interiores del tubo. Sin embargo, es probable que estos tipos de herramientas para extracción de muestras compriman los suelos de baja densidad a medida que la herramienta se introduce en el suelo. Esta compactación del núcleo afecta la confiabilidad de la profundidad del muestreo. En contraste, los suelos excesivamente secos pueden resistir a la penetración de las herramientas para muestreo. En estos casos pueden ser más prácticos barrenos estrechos que los barrenos recomendados de 5 cm. de diámetro. Los investigadores deben enfrentar la situación en forma práctica y balancear los múltiples factores en el momento de elegir el equipo para muestreos.

Existen barrenos montados en vehículos que son útiles para muestrear parcelas y campos grandes. Un sistema hidráulico entierra el barreno en el suelo, lo retira y extrae el suelo, todo lo cual facilita el muestreo en condiciones muy diversas. Sin embargo, el equipo montado en un vehículo puede ser incómodo para manejar en parcelas pequeñas. En estos casos es más práctica la utilización de equipo manual.

¿Hasta qué profundidad de suelo es necesario muestrear?

La profundidad a que se deberían tomar las muestras depende completamente de los objetivos de la investigación. En términos generales, pocas plántulas tienen capacidad para emerger si las semillas están enterradas a más de 10 cm. de profundidad. Las excepciones pueden incluir especies de semillas grandes tales como Avena fatua y Xanthium strumarium. Por esta razón, las muestras de suelo raramente deben exceder los 10 cm. de profundidad.

Sin embargo, muchos investigadores sobre bancos de semillas están interesados en diferentes sistemas de labranza en los cuales las semillas son enterradas a distintas profundidades por las herramientas de labranza. En estos casos puede ser necesario tomar muestras a 30 cm. de profundidad. Estos investigadores deberían recordar, sin embargo, que enterrar las semillas a esa profundidad con equipos mecánicos es un proceso físico bastante uniforme. O sea, el mismo tipo de arado entierra las semillas en las mismas proporciones y a las mismas profundidades sin ninguna relación con el tipo de suelo, su ubicación, la época del año u otros factores. Esta uniformidad significa que si el sistema de labranza es conocido, las proporciones relativas de semillas a las diferentes profundidades pueden ser estimadas sin necesidad de muestrear el banco de semillas. Por lo tanto, puede ser necesario muestrear a una sola profundidad para estimar todo el banco de semillas en ese perfil de suelo; esta profundidad probablemente sea una función de las características de la emergencia desde esa profundidad de las especies motivo de estudio del investigador.

¿Cuál es el arreglo espacial de las muestras?

Cuando se muestrean suelos dentro de una parcela o en todo un campo los investigadores deben decidir sobre la distribución espacial de las muestras. Los diseños de muestras al azar podrían ser apropiados si las semillas estuvieran también distribuidas al azar. Más aún, el tiempo consumido ubicando puntos al azar dentro de un campo basado en una selección a priori de números al azar, por lo general no es práctica. Para una mayor facilidad del muestreo muchos investigadores toman muestras de suelo a intervalos más o menos uniformes a lo largo de un modelo en forma de W dentro de una parcela o de un campo. Otros investigadores utilizan un modelo en X o una línea diagonal. Colbach et al. (2000) analizaron varios modelos distintos para estimar la seguridad de las muestras en poblaciones agregadas de malezas y concluyeron que muchos modelos proporcionaban resultados equivalentes y que la línea diagonal era el diseño de uso más simple. Entendemos que cualquier diseño es aceptable siempre que cubra el largo y el ancho de la parcela o del campo.

¿Cuándo muestrear los bancos de semillas?

Es necesario enfatizar la necesidad de aplicar un razonamiento lógico sobre la elección del momento adecuado para muestrear los bancos de semillas. Varios autores informan sobre la falta de correspondencia entre la vegetación sobre la tierra y la composición y la densidad del banco de semillas. La ausencia de tal correspondencia a menudo refleja el momento ilógico que esos autores han elegido para el muestreo de los bancos de semillas. Por respeto a esos colegas no se mencionan esas referencias, pero una revisión superficial de las secciones sobre Materiales y Métodos de la literatura sobre bancos de semillas podrá confirmar esta aserción.

En términos generales, si el objetivo de la investigación es relacionar los bancos de semillas con la vegetación que surge sobre la tierra, los bancos de semillas deberían ser muestreados en el momento que sigue a la dispersión de las semillas pero antes de su germinación. El muestreo de los bancos de semillas después de la emergencia de las plántulas tiene escaso valor, tanto en la teoría como en la práctica. Las muestras deben ser tomadas en el momento en que tiene sentido hacerlo para satisfacer los objetivos del estudio, en base a la fenología de la dispersión de las semillas y de su germinación en el hábitat de interés. Por lo tanto, en las zonas templadas, los bancos de semillas de especies de malezas anuales estivales deberían ser muestreados antes de la primera germinación de primavera. Del mismo modo, los bancos de semillas de especies anuales invernales deberían ser muestreados antes de la emergencia de las primeras plántulas en el otoño. Un proceso lógico similar debería ser aplicado para elegir los tiempos de muestreo en zonas tropicales o subtropicales con épocas bien definidas de lluvias y sequías. El mismo razonamiento se debería aplicar a los terrenos regados pero sin considerar la estación; o sea, los suelos deberían ser muestreados antes de iniciar el riego y la consecuente germinación de las semillas.

Aún cuando las muestras de suelos fueran tomadas antes de la germinación de las semillas, puede subsistir una pregunta concerniente el momento del muestreo. Por ejemplo, en zonas templadas del hemisferio norte las semillas de muchas especies anuales estivales caen desde agosto hasta octubre y germinan desde marzo hasta junio siguientes, dependiendo de las especies. El momento preciso para un muestreo de dichas especies podría ser desde final del otoño hasta la primavera (p. ej., noviembre a marzo). Sin embargo, aún durante el período invernal de aparente reposo existe actividad biológica en las semillas enterradas en el suelo. Esta actividad afecta la mortalidad de las semillas y puede tener influencia sobre la elección del momento adecuado para proceder al muestreo del banco de semillas.

Las comparaciones de los bancos de semillas viables de las malezas anuales estivales en dos momentos distintos de muestreo -inmediatamente después de la caída de las semillas en el otoño e inmediatamente antes de la germinación de las semillas en primavera- indicaron una pérdida aproximada de 10 por ciento de viabilidad después del invierno y una ligera superioridad de las muestras de primavera para predecir la futura densidad de malezas sobre la tierra (Forcella, 1992). Desde el punto de vista teórico, esto es exactamente lo que se podría esperar. La vegetación de las malezas anuales debería ser un buen reflejo del banco de semillas antes de la germinación en vez de los bancos de semillas analizados varios meses antes ya que durante ese período ocurren muchos y varios problemas de mortalidad.

Si bien la teoría del diseño del muestreo de los bancos de semillas puede recomendar el muestreo inmediatamente antes de la germinación de las semillas, los aspectos prácticos de las investigaciones sobre bancos de semillas pueden justificar un muestreo más temprano -pero siempre después de la caída de las semillas. Los investigadores deben balancear la seguridad necesaria con la carga de trabajo. En el ejemplo anterior, la primavera no solo es el mejor momento para muestrear los suelos sino que también es el mejor momento para sembrar los cultivos e implementar numerosas operaciones de control de malezas. Como consecuencia, en primavera hay poco tiempo disponible para el trabajo adicional de muestreo de bancos de semillas. Un muestreo más temprano de los bancos de semillas podría ser justificable por esta razón o junto con otras razones prácticas. Los investigadores a menudo tienen que balancear los buenos protocolos con las limitaciones del trabajo.

Otra razón adicional para proceder a un muestreo temprano es el tiempo necesario para procesar las muestras de suelo en el laboratorio o invernadero. Si el objetivo de la investigación es usar la información del banco de semillas para contribuir a hacer recomendaciones para los tratamientos de manejo de malezas (Schweizer et al., 1997), entonces la información deberá estar disponible en el momento en que se deban realizar los tratamientos. Esto podría ser unos pocos días o semanas antes de sembrar las parcelas experimentales de los cultivos en el caso de tratamientos con herbicidas de presiembra. Por lo tanto, el muestreo de los suelos deberá ser hecho varios meses antes de la siembra.

¿CÓMO DEBERÍAN SER PROCESADAS LAS MUESTRAS DE SUELOS?

Una vez que se han extraído las muestras del suelo hay dos técnicas básicas para enumerar el número de semillas en las mismas. Los dos métodos han dado resultados diferentes si bien los resultados de los métodos están generalmente correlacionados entre si (Ball y Miller, 1989; Bàrberi et al., 1998; Cardina y Sparrow, 1996; Forcella, 1992).

Extracción directa de las semillas

La primera técnica es conocida como extracción directa de las semillas y Malone (1967) es el autor más frecuentemente citado sobre la misma. Este método puede ser usado en (a) toda la muestra de suelo derivada de muestras individuales, (b) submuestras de núcleos individuales o (c) submuestras de suelo de agregados de núcleos. Claramente, los requerimientos de trabajo disminuyen en el sentido a ->c así como la confiabilidad de los resultados de las estimaciones de las densidades de los bancos de semillas.

Una muestra típica de suelo de 5 cm. de diámetro y 10 cm. de profundidad tiene un peso seco de 200 a 300 gr. Naturalmente, si la disponibilidad de mano obra no es un problema, es preferible extraer las semillas de toda la muestra de suelo. Sin embargo, la mano de obra o el entusiasmo son a menudo escasos en los estudios de bancos de semillas. Por ello, es importante entender que proporción de muestra de suelo debe ser examinada. Los análisis de distintas cantidades de suelo bien mezclado, en incrementos de 20 gr de muestras típicas, indican que, en general, fueron necesarios 100 gr para obtener una representación adecuada de la muestra completa (Forcella, 1992).

Podría ser recomendado más a menudo hacer submuestras de agregados de muestras en los estudios de muestras individuales pequeñas (<5 cm. de diámetro) en el caso en que se hayan extraído numerosas muestras. El examen de todo el volumen de suelo de muestras de pequeño diámetro puede ser inútil ya que la probabilidad de que las muestras pequeñas contengan una semilla es muy baja (Benoit et al., 1989; Jones, 1998).

En la técnica de extracción directa de las semillas estas son separadas del suelo por medio lavado o flotación. El método de lavado tiene numerosas variaciones. La muestra de suelo es colocada simplemente sobre un cedazo de malla de una medida menor que las semillas más pequeñas que se espera encontrar. Sin embargo, el cernido puede presentar el riesgo de la pérdida de semillas que podrían ser similares en tamaño o forma a los objetos de las que son separadas o que se podrían adherir a las mismas. El cernido -especialmente en las muestras secas- puede dañar a las semillas finas, livianas y frágiles pero puede ayudar a escarificar las semillas con tegumentos duros. Varios investigadores han usado una serie de cedazos con diferentes tamaños de malla para clasificar las semillas de acuerdo a su tamaño. El tamaño de las mallas es un factor fundamental para determinar la eficiencia de la separación de las semillas. Una malla de medida 0,2 mm puede recoger casi todas las semillas pequeñas pero no será eficaz para las semillas casi pulverulentas de especies como Orobanche. También puede haber una considerable variación en el tamaño de las semillas de una especie dada, incluso dentro de la misma planta. Por lo tanto, la medida de la malla seleccionada para detectar las semillas de una cierta especie debe ser lo suficientemente pequeña para recoger las semillas más pequeñas de la misma.

La muestra puede ser pre-remojada por un corto tiempo para saturar y aflojar los agregados de arcilla. El remojado de la muestra de suelo en una solución de hexametafosfato de sodio ayudará a disgregar esos trozos de arcilla. La etapa siguiente incluye la remoción de la arcilla, el limo y las partículas pequeñas de arena de la muestra; esto se hace habitualmente sacudiendo la muestra colocada en un cedazo o pasando un chorro de agua sobre la misma. Una vez que las partículas finas han pasado a través del cedazo, el resto incluye semillas, restos orgánicos, partículas de arena y, en los suelos ricos en arcilla, los agregados de arcilla que no se dispersaron. Estos últimos pueden ser eliminados por medio de una presión suave con los dedos hasta que los agregados de arcilla se rompen y pasan a través del cedazo. Las semillas y los restos orgánicos que permanecen sobre el cedazo se separan de las partículas de arena por medio de flotación diferencial. Si las partículas de arena no son abundantes la muestra puede ser lavada en un tul y secada al aire y las semillas separadas a mano de los restos orgánicos. Los sopladores con aire a presión también pueden ser usados para separar los restos orgánicos de las semillas en las muestras secas.

Un levigador es una máquina que ejecuta los mismos procedimientos manuales citados en el párrafo anterior (Gross y Renner, 1989). Los levigadores tienen la ventaja de poder procesar varias muestras simultáneamente. El equivalente de una lavarropas primitiva fue usado con éxito por Fay (1978) para remover el suelo de muestras de semillas enterradas. Estas máquinas son convenientes pero no son imprescindibles para los análisis de los bancos de semillas.

A menudo es usado el método de flotación después que a la muestra de suelo se la ha lavado la arcilla, el limo y las arenas finas; sin embargo, también se puede utilizar en muestras completas sin procesar. En este proceso el objetivo es afectar en forma diferente la flotabilidad de las semillas y de las partículas de suelo; para ello pueden ser usadas distintas sales. El carbonato de potasio ha demostrado ser útil ya que permite separar las semillas de las partículas de suelo; una exposición limitada al mismo no es tóxica para las semillas de algunas especies (Buhler y Maxwell, 1993) pero puede afectar seriamente a otras (Luschei et al., 1998). Por lo general, algunos restos orgánicos flotan junto con las semillas. Si se usan tubos largos para contener las muestras con solución de carbonato de potasio, estos pueden ser centrifugados para separar las semillas de las partículas de suelo (Buhler y Maxwell, 1993). Este método es útil cuando interesa una sola especie y pueden ser determinadas las concentraciones de sales y detergentes que son efectivas pero no tóxicas. Todos los métodos de extracción directa de las semillas proporcionan estimaciones de la densidad total del banco de semillas, incluyendo la densidad de las semillas muertas. Por ello, esta técnica es especialmente valiosa para los estudios que involucran la dinámica de la población de las malezas. Sin embargo, esta técnica puede no siempre ser apropiada para la correlación de los bancos de semillas con las poblaciones de plántulas ya que la técnica puede confundir semillas muertas, latentes y no latentes. Existen otras pruebas adicionales para determinar la viabilidad en las semillas separadas de la muestra (ver más adelante) pero aún no existe ningún método de rutina para distinguir entre las semillas latentes y las semillas no latentes (ver Fennimore et al., 1999).

Identificación de las semillas

Una vez que las semillas han sido razonablemente aisladas por el método de extracción directa, deben ser identificadas. El material simple que se obtiene después de la extracción directa no es semilla pura sino una mezcla de semillas, otra materia orgánica y partículas de suelo. Tal vez la parte que insume más tiempo en el método de extracción directa de las semillas es el examen de las mezclas bajo una lupa y su identificación. Un investigador con experiencia y una buena vista, que cuente con una colección catalogada de semillas es el mejor protagonista de esta operación; en su ausencia existen excelentes publicaciones de apoyo. Muchas de estas publicaciones hacen referencia a situaciones regionales. Por ejemplo, Delorit (1970) es una excelente fuente de información para los investigadores de América del Norte.

El análisis de imágenes, o sea el análisis por ordenadores de imágenes electrónicas de semillas aisladas presenta buenas perspectivas de futuro para identificar semillas de malezas. Sin embargo, en los últimos tiempos se ha prestado escasa atención a este tema (Benoit et al., 1992; Buhler y Maxwell, 1993) probablemente porque el ojo humano todavía puede distinguir las semillas de las distintas especies más rápidamente que cualquier máquina.

Otro equipo moderno interesante para la identificación de las malezas es la huella del DNA. Este método puede más apropiado para identificar especies y biotipos con semillas que no es posible distinguir visualmente (Fennimore et al., 1999; Joel et al., 1998; Mucher 2000).

La separación manual y el proceso del conteo por lo general se ejecutan sobre muestras que han sido secadas después de haber sido cernidas y haber sido sometidas a flotación. Lamentablemente, algunas especies (p. ej., Impatiens spp.) pierden su viabilidad muy pronto después de ser secadas lo cual introduce un error en la estimación de la densidad de las semillas viables.

Prueba de viabilidad

Las semillas que se separan por medio del método de extracción directa pueden ser viables o estar muertas. Estas semillas pueden ser sometidas a la prueba de la viabilidad. La prueba de viabilidad más simple es apretar las semillas con una pinza fina, eliminar las semillas claramente muertas y poner a germinar las semillas que son aparentemente firmes. El número de semillas que germina proporciona una estimación de la abundancia de las semillas que son viables y no latentes. Sin embargo, puede no proporcionar información de valor sobre las semillas viables pero latentes.

La viabilidad de las semillas también puede ser determinada por medio del método del cloruro de tetrazolio (TZ). Esta prueba es simple para los propósitos de muchos investigadores de malezas pero los tecnólogos de semillas la consideran bastante compleja. Las semillas son embebidas en una solución al 0,1-0,2 por ciento de TZ desde unas pocas horas hasta una semana, a 10-30 °C, dependiendo de las especies y de los objetivos de la investigación. El hidrógeno liberado por la reacción de la dehidrogenasa en los tejidos vivos se combina con el TZ para formar un pigmento rojo. Por lo tanto, si las semillas expuestas al TZ se vuelven rojas o rosadas, contienen tejidos vivos mientras que aquellas que no se tiñen se consideran muertas.

La complejidad de la prueba del TZ se manifiesta de varias maneras. Por ejemplo, cuando el punto de crecimiento (eje embrionario) dentro de una semilla no es capaz de crecer, sus cotiledones y otros tejidos pueden aún contener suficiente dehidrogenasa como para producir suficiente cantidad de hidrógeno y permitir una respuesta rosada/roja al TZ. Más aún, los microorganismos que consumen semillas muertas o moribundas también pueden contener dehidrogenasas y producir hidrógeno el cual puede reaccionar con el TZ y dar lugar a resultados positivos pero falsos. Una observación cuidadosa de las semillas después de su exposición al TZ puede eliminar estos errores. La observación de la tinción roja de la radícula y el hipocotilo son fundamentales para una determinación correcta de la viabilidad.

La publicación de la Association of Official Seed Analysts (AOSA), Tetrazolium Testing Handbook (Peters, 2000), (http://www.aosaseed.com/tetra/TZcommitteemain.html) ofrece buenos dibujos y aclaraciones para aplicar correctamente en varias especies la prueba del TZ dirigidas a apoyar la industria y el comercio de semillas. Sin embargo, en el caso de las malezas la determinación exacta de la viabilidad de las semillas es considerado un tema interés para la investigación antes que una necesidad económica o industrial. Por esa razón, algunas de las directrices altamente especializadas indicadas por AOSA para ciertas especies pueden ser consideradas con alguna liberalidad. Los siguientes párrafos describen procedimientos que se han considerado útiles para algunas especies comunes en América del Norte.

Siempre que sea posible, se deberán cortar simétricamente las semillas con una hoja afilada a fin de bisectar y exponer el embrión. De esta manera, la superficie cortada de cada mitad de la semilla debería mostrar por lo menos algunas partes de la radícula y del hipocotilo (p. ej. en Abutilon theophrasti Medik.) o de la radícula y el coleoptilo (p. ej., Setaria faberi Herrm.). Seleccionar la mitad de la semilla más íntegra, colocarla sobre papel toalla saturado con una solución de TZ al 0,2 por ciento e incubarla a 25 °C; después de 12 horas de incubación las semillas viables exhibirán puntos rojos crecientes mientras que las semillas muertas mantienen su color original. Este período de incubación es en general corto para el crecimiento de microorganismos.

Las semillas de algunas especies no son adecuadas para hacer cortes simétricos a lo largo del eje del embrión en razón de su tamaño reducido o de su forma (p. ej., Chenopodium album). Estos tipos de semillas pueden ser cortados en cualquier sentido con una hoja afilada de modo que la radícula o el hipocotilo queden por lo menos en una mitad de la semilla. En razón de que es difícil discernir en ese momento cual es la mitad de la semilla más apropiada para incubar se colocan ambas mitades en el TZ. La semilla será considerada viable si cualquiera de las mitades presenta color rojo después de 12 horas de incubación.

Verificación

El valor de los datos obtenidos puede ser mejorado probando y calibrando en varias etapas del proceso de extracción directa. Este proceso puede ser validado agregando un número conocido de semillas a fin de probar las muestras y verificar que pueden ser separadas, identificadas y contadas con un grado de seguridad aceptable. Si el grado de seguridad es bajo será necesario determinar cual es la etapa limitante del proceso de modo de poder hacer los ajustes necesarios importantes para corregir el protocolo.

Los investigadores necesitan hacerse ciertas algunas, por ejemplo: ¿se pierden semillas durante el cernido?, ¿pueden las semillas ser distinguidas de la materia orgánica o de contaminantes minerales?, ¿puede la viabilidad de las semillas ser determinada con seguridad?, o ¿los procesos de extracción o flotación afectan la viabilidad de las semillas? La identificación de las semillas y la seguridad del recuento por lo general disminuyen con el incremento del número de semillas, el menor tamaño de las mismas y la fatiga del personal que hace el recuento.

Los actuales métodos para determinar la densidad de las semillas viables en un banco de semillas son laboriosos y poco prácticos como medio para caracterizar la composición de las especies en el banco de semillas. La exposición de los operadores a soluciones salinas y detergentes así como las horas que insume el trabajo con las lupas de mano o las agujas de disección constituyen limitaciones importantes. Un método aplicable en algunas especies puede ser inadecuado para otras especies cuyas semillas difieren en forma, color, durabilidad, facilidad de identificación y características de su latencia. Los bancos de semillas agrícolas en la parte norte y central de los Estados Unidos de América contienen por lo general entre 20 y 50 especies, algunas de las cuales ocurren en escasa cantidad. No existe ningún método adecuado para separar, detectar e identificar correctamente todas las especies. Por lo tanto, el enfoque para la separación es apropiado solo para una o unas pocas especies de tamaño grande donde la seguridad de la operación puede ser verificada.

MÉTODO DE GERMINACIÓN

La segunda técnica en importancia para enumerar las semillas en el suelo de los bancos de semillas es conocida como método de germinación. Esta técnica es usada normalmente para enumerar la densidad de semillas no latentes en los bancos de semillas. En este caso las muestras de suelo son reunidas en unidades lógicas (p. ej., 20 muestras de una sola parcela que representa un tratamiento experimental). Las muestras se mezclan cuidadosamente y se colocan en bandejas en incubadoras, invernaderos, camas fríos o criaderos dependiendo de los objetivos del experimento y las facilidades disponibles. Las muestras deben ser protegidas de la contaminación de otras semillas, disturbios del substrato y enemigos granívoros o herbívoros. Esta protección es especialmente necesaria en los criaderos al aire libre pero también en invernaderos modernos donde las semillas de algunas especies de difusión anemófila como el diente de león (Taraxacum officinale Weber) son contaminantes comunes que entran a través de los sistemas de ventilación.

La profundidad del suelo en las bandejas no debería ser mayor de la profundidad en que se espera normalmente que germinen las especies, por lo general menos de 5 cm. o 2-3 cm. para las semillas más pequeñas. Si el suelo es arcilloso puede ser mezclado con volúmenes conocidos de arena limpia o compuestos comerciales para substratos para plantas a fin de mejorar el drenaje. Un procedimiento útil para mejorar el drenaje es forrar el fondo de la bandeja con arena, cubrirlo con malla de nailon y colocar encima la muestra de suelo a fin de mejorar la germinación de las semillas latentes pero sin causar contaminación con semillas indeseables llevadas por el subsuelo no experimental.

Si bien las muestras de suelos arcillosos requieren un mejor drenaje, las muestras de suelos arenosos necesitan mejorar la retención de agua. Esto se puede obtener forrando las bandejas con vermiculita o turba separada del suelo experimental por una malla de nailon. La vermiculita limpia o la turba también pueden ser mezcladas con la muestra de suelo para mejorar su capacidad de retención de agua. En los invernaderos, camas frías y criaderos puede ser extendida tela para sombrear sobre las bandejas a fin de retardar la evaporación y promover la germinación y la emergencia que podría ser eventualmente limitada por una falta temporaria de agua. Las bandejas también pueden ser envueltas en bolsas de plástico transparente para mantener la humedad del suelo; sin embargo, esta operación nunca debe ser hecha a pleno sol sino solamente en cámaras donde las temperaturas pueden ser controladas con precisión.

Después que no emergen otras plántulas es común mezclar el suelo y comenzar otro ciclo germinativo. El número de ciclos varía según los investigadores. Roberts (1981) sugirió continuar el proceso por dos años. Nuestra experiencia con especies anuales de ciclo estival indica que la mayoría de las especies germinan durante el primer ciclo, cerca del 10 por ciento en el segundo ciclo y pocas semillas germinan durante el tercero o cuarto ciclos. No existe una clara correspondencia de especies que germinan en un ciclo pero no en el otro. Por lo tanto, después de dos o tres ciclos comúnmente se estratifican las muestras (a 4°C) durante cuatro semanas o más, operación seguida por temperaturas alternadas antes de colocarlas de nuevo en el invernadero. El objetivo de esta operación es romper la latencia de las semillas que puedan haber entrado en latencia secundaria durante el ciclo germinativo previo. La intención de la operación es simular las condiciones primaverales que dan lugar a que muchas especies anuales de ciclo estival terminen su latencia. Por la misma razón, algunos investigadores colocan las muestras en el campo durante el invierno.

La época del año en que ocurre la lluvia de semillas puede tener influencia sobre la forma en que son manipuladas las muestras. Las muestras recogidas inmediatamente después de una lluvia de semillas podrían necesitar un período frío o condiciones de estratificación antes de la germinación. Las muestras tomadas al final del invierno en zonas templadas deberían ser colocadas en las bandejas de germinación tan pronto como fuera posible ya que muchas semillas romperán su latencia y estarán prontas para germinar. Las muestras tomadas a mediados del verano en zonas templadas -después que muchas malezas han emergido y antes de que lleguen las nuevas lluvias- representan un persistente banco de semillas (Baskin y Baskin, 2000) que consiste en su mayoría de semillas latentes. Estas muestras probablemente requieran estratificación y/o temperaturas alternadas para romper la latencia y provocar la germinación. En las zonas tropicales las muestras tomadas al final del período de crecimiento deberían contener semillas maduras frescas que podrían necesitar un período seco para romper la latencia.

Algunos autores recomiendan cernir las muestras para reducir su volumen. La grava y la materia orgánica de un tamaño mayor que las semillas más grandes pueden ser eliminadas fácilmente. Si se cierne en húmedo, el tamaño de la malla debe ser muy pequeño cuando se desea retener las semillas más pequeñas. En suelos de sedimentos limosos con los que se trabaja en Ohio (Estados Unidos de América) la operación de cernir en húmedo da lugar a una masa barrosa de suelo y materia orgánica difícil de manejar; por lo tanto, esta operación es evitada. De cualquier manera, algunos investigadores consideran que esta etapa es importante para una reducción del volumen y favorecer la germinación de algunas especies (Thompson et al., 1997).

Ha habido pocos intentos de validar el método de germinación ya que es un método muy complejo. Sería posible agregar un número conocido de semillas viables de una cierta especie a un volumen conocido de suelo para verificar que el número correcto de semillas emergerá de la muestra. Sin embargo, las muestras del campo contienen semillas de varias edades y estado de latencia y la dificultad del procedimiento radica en obtener plántulas de esas semillas y no de semillas de fácil germinación. Alternativamente, sería posible cernir las semillas del suelo después de una germinación «exhaustiva» a fin de encontrar semillas viables que no respondieron al procedimiento. Cualquier intento para calibrar el método debería incluir todas las especies de interés. Uno de los valores del método de germinación es la capacidad que presenta para obtener una evaluación completa de la especie, incluso de especies que ocurren raramente. En estos casos, la calibración para tales análisis sería poco práctica.

Muchos investigadores prefieren los métodos de germinación en comparación con el método de separación, porque el último presenta varias limitaciones. Los métodos de germinación son solo relativamente menos laboriosos. Generalmente se requieren varios meses antes de obtener datos, lo que hace que este método no sea práctico para predecir el potencial de las poblaciones de malezas que crecen en una determinada estación y es necesario tener un conocimiento especializado para identificar las plántulas con seguridad. Existe además el problema inevitable de las semillas viables pero latentes que no germinan durante el período de germinación de la prueba a pesar de los esfuerzos para proporcionar a esas semillas condiciones ambientales favorables para romper la latencia y para germinar. Algunos investigadores han utilizado técnicas de separación de semillas después del método de germinación en un intento de separar esas semillas. Una de las principales ventajas de este método sobre el método de recuento es su utilidad para detectar un amplio grupo de especies y, por lo tanto, para hacer un análisis de la comunidad vegetal. En muestras de experimentos repetidos a largo plazo, incluyendo tratamientos de labranza y rotación de cultivos, utilizando este método se han determinado semillas germinables de 20-30 especies incluyendo varias especies que no se esperaban encontrar, dada la composición de la comunidad sobre la tierra. Algunas de las especies estaban representadas por solo unos pocos individuos por parcela y es poco probable que pudieran haber sido detectadas e identificadas en los recuentos de semillas.

ESTUDIOS SOBRE SEMILLAS ENTERRADAS

Mucha de la información más valiosa relacionada con el comportamiento de los bancos de semillas ha sido obtenida en experimentos en los cuales las semillas de malezas fueron enterradas a propósito. Hay tres enfoques básicos para este tipo de estudios, a saber: 1) botellas invertidas; 2) paquetes de semillas y 3) métodos de muestras de semillas.

Botellas invertidas

Este enfoque fue desarrollado por Beal y otros autores a principios del siglo XX. El método no ha sido usado en los últimos tiempos. Tal como su nombre lo indica, las semillas son colocadas en botellas llenas de arena, se invierten y se entierran en el suelo. Las botellas se recuperan a intervalos, algunas veces de hasta 20 años, y las semillas son analizadas para su germinación y viabilidad. Dado que las botellas están en posición invertida las semillas no están expuestas al mismo nivel de hidratación, secado y rehidratación que las semillas en el suelo del campo. La longevidad parece ser anormalmente extendida en muchas de las especies estudiadas en estos experimentos.

Paquetes de semillas

Este procedimiento común permite que las semillas sean expuestas a condiciones cercanas a las naturales después de haber sido colocadas en bolsas de malla de nailon resistentes a la descomposición. Las bolsas son por lo general enterradas a distintas profundidades y recuperadas para analizar en tiempos distintos. En estos experimentos la longevidad de las semillas es típicamente mucho menor de lo que se observa en los experimentos con botellas invertidas. Si las bolsas de semillas son recuperadas a intervalos lo suficientemente cortos la pérdida de viabilidad puede ser atribuida a la germinación -se efectúa de cualquier manera la observación de las plántulas- o simplemente a su muerte. Estos estudios han contribuido a comprender que la longevidad de las semillas es, por lo general, menor de cinco años.

Siembra de muestras

Esta técnica (Teo-Sherrell y Mortensen, 2000) extrae una muestra de suelo y la substituye con otra muestra que no contiene semillas, excepto aquellas agregadas a propósito. Estos estudios aparentemente se acercan al ambiente natural desde el momento que las semillas agregadas son expuestas a condiciones microclimáticas, microbianas, de microfauna y de macrofauna que será excluida por una malla de nailon de las bolsas de los paquetes de semillas. El aspecto negativo de este método es que las muestras de semillas deben ser retiradas cuidadosamente de modo de no arrastrar inadvertidamente el banco natural de semillas; posteriormente son analizadas en la misma forma de las muestras de suelo comunes a los estudios de bancos de semillas.

MOVIMIENTO Y DISTRIBUCIÓN HORIZONTAL Y VERTICAL DE LAS SEMILLAS

Varios estudios recientes sobre bancos de semillas han documentado y modelado los movimientos de las semillas en el suelo. En general, estos estudios comprenden los movimientos de las semillas inducidos por las operaciones de labranza; para ello las semillas son sustituidas por perlas de colores. En un principio, el enfoque de estos estudios fue investigar el movimiento vertical de las semillas causado por los arados, los cinceles, los discos y las sembradoras de siembra directa sin labranza y partiendo de la base que la profundidad a que se entierran las semillas es función del implemento de labranza utilizado. Se creyó que el enterrado profundo de las semillas estaba asociado con un cierto número de procesos demográficos potencialmente importantes tales como la inevitable germinación de las semillas y la latencia impuesta por el microclima.

Más recientemente, el movimiento vertical de las semillas de malezas causado por las repetidas operaciones de labranza usando cualquier tipo de implementos ha sido estudiado y modelado (Cousens y Moss, 1990; Mead et al., 1998; Staricka et al., 1990).

Estudios adicionales también han estudiado el movimiento horizontal de las semillas de malezas causado por las herramientas de labranza. Si bien el movimiento causado por estos equipos puede ser importante, tal movimiento horizontal es considerado reducido en comparación con el movimiento causado por las cosechadoras.

¿CÓMO MUESTREAR LA VEGETACIÓN SOBRE LA TIERRA?

Muchos textos de ecología vegetal enumeran los protocolos para muestrear la vegetación sobre la superficie de la tierra por lo que este tema no será repetido en este trabajo. Sin embargo, con respecto a la relación que existe entre los bancos de semillas y la vegetación sobre la superficie de la tierra algunas de nuestras experiencias pueden ser útiles.

El momento del recuento de las plantas es importante para asociar los resultados con las densidades de los bancos de semillas. Es fundamental que las muestras de plantas sean tomadas en el momento lógico que sigue -y no que precede- al muestreo para los bancos de semillas. Dependiendo de los objetivos de la investigación, los recuentos pueden ser hechos en varios momentos del ciclo del cultivo; por ejemplo, (a) inmediatamente antes de la siembra del cultivo; (b) cuatro semanas después de la siembra; (c) en el momento del mayor índice de área foliar; (d) en el momento de la cosecha del cultivo y, algunas veces, (e) también después de la cosecha del cultivo. La proporción del total de la población de plantas que emerge antes de cada recuento puede variar sustancialmente de lugar a lugar y de año a año, dependiendo del microclima.

Las malezas presentes cuatro semanas después de la siembra de los cultivos usualmente representan la proporción más importante de la población total de malezas del mismo, por lo menos del punto de vista del control de malezas en el cultivo. Sin embargo, la densidad representada por esta proporción puede no estar correlacionada necesariamente con la densidad del banco de semillas. En este caso, el investigador debería intentar establecer una correlación entre las densidades de los bancos de semillas y las densidades de las malezas en momentos a+b, a+b+c, b+c, y así sucesivamente. Solamente después que se ha hecho este tipo de evaluaciones el investigador puede concluir que relaciones existen o no entre los bancos de semillas y la vegetación sobre la superficie de la tierra.

Los cuadrantes usados para el recuento de plantas son en general de 50 a 5 000 veces más grandes, en superficie, que los núcleos de semillas. Por lo tanto, no se debería esperar una estrecha correlación entre las densidades de las semillas y de las plantas (Cardina y Sparrow, 1996). Por esta y otras razones, el rango de correlación puede ser más apropiado que la regresión para relacionar los bancos de semillas con la vegetación sobre la superficie de la tierra.

Pruebas simples de varianza mínima pueden determinar fácilmente el número de cuadrantes a ser usados. En cualquier caso, los cuadrantes múltiples (p. ej., 10 por parcela, cada uno de 0,1 m²) son preferibles a un solo cuadrante (p. ej., de 1 m²) por parcela.

La ordenación de los cuadrantes probablemente no es tan importante siempre que la ubicación de los mismos abarque el ancho y el largo de la parcela o el campo (Colbach et al., 2000). Algunos autores colocan los cuadrantes sobre el lugar o adyacentes a los lugares en los que se han tomado muestras de suelo. Si bien esto es lógico, puede tener muy poco efecto práctico sobre los resultados, dado el gran agrupamiento de muchos bancos de semillas.

CONCLUSIONES

El interés que ha surgido recientemente sobre los bancos de semillas de malezas se refleja en la abundancia de informes sobre este tema presentados en el Third International Weed Science Congress (Anónimo, 2001) y en simposios dedicados específicamente a este tema patrocinados por la Association of Applied Biologists en 1998 (Champion et al., 1998) y en 2003 (Reading, Reino Unido). En vista del interés existente sobre este tema, pueden ser útiles algunas directrices relacionadas con los protocolos y técnicas de muestreo, sobre todo para los investigadores jóvenes que inician sus trabajos, o aún para aquellos investigadores que redescubren su interés en los bancos de semillas.

Ningún protocolo ni técnica tienen validez universal pero existen una serie de puntos importantes de los bancos de semillas que los investigadores deberían considerar atentamente, tal como se discute en este trabajo. Estos puntos están relacionados con la corrección, los modelos y el momento del muestreo, las pruebas de viabilidad y la separación de las semillas, la identificación de las plántulas y las semillas y el muestreo de la población de plantas sobre la superficie de la tierra. Si las directrices presentadas en el informe no mejoraran los resultados de los futuros estudios sobre bancos de semillas, es de esperar que por lo menos sirvan a aliviar parte del trabajo tedioso que requiere este tipo de investigaciones.

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