FERME PILOTE AQUACULTURE DE CREVETTES MAG 88/006 NOSY-BE MADAGASCAR RAPPORT TECHNIQUE D'ELEVAGE No1 SOMMAIRE

Du 24 Mai 1989 au 18 Juillet 1989

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SOMMAIRE

I- Elevage des géniteurs

11- Alimentation
12- Renseignement sur les animaux
13- Facteurs biotechniques
14- Statistique de l'élevage
15- Résultats
16- Transfert des géniteurs

Conclusion

II- Pontes et éclosions

21- P. monodon
22- P. indicus

III- L'élevage larvaire

31- Protocole de travail journalier
32- Les conditions biotechniques de l'élevage
33- Alimentation
331- Nature
332- Quantité distribuée et fréquence d'alimentation

a- P. monodon
- Besoin total
- Fréquence de distribution
- Traitement
- Survie

b- P. indicus
- Besoin total
- Traitement
- Survie

Conclusion

IV- Clevage en nursery

41- Alimentation
42- Paramètres biotechniques
43- Résultats
431- P. monodon
432- P. indicus
44- Bilan d'alimentation

Conclusion et discussion

V- ELEVAGE D'ARTEMIA

51- Introduction
52- Matériel et méthode

521- Incubation et eclosion
522- Renouvellement d'eau
523- Suivi du milieu d'élevage
524- Alimentation
525- récolte

53- résultats et discussions

531- Incubation éclosion
532- Paramètres physico-chimiques
533- Stade de développement et alimentation
524- Récolte

Conclusion

6- Fabrication d'aliment local

61- Principe
62- Matières premières utilisées et composition
63- Résultats et discussion

ANNEXE I : Culture d'algues unicellulaires
ANNEXE II : Détermination du poids moyen et de la teneur en eau des P15–P20

LISTE DES TABLEAUX

1- Effectif des géniteurs
2- Sortie pour la ponte
3- Effectif au monent du transfert
4- Ponte et éclosion P. monodon
5- Ponte et éclosion P. indicus
6- Conditions biotechniques de l'élevage
7- Alimentation, survie, traitement (P. monodon)
8- Alimentation, survie, traitement (P. indicus)
9- Alimentation en nursery P. MONODON
10- Alimentation en nursery P. indicus
11- Températures moyennes des bacs
12- Résultats statistiques
13 et 14- Températures et salinités au moment d'ensemencement P. monodon et P. indicus
15- Besoin total en aliments
16- Incubation et éclosion
17- Suivi des paramètres physico-chimiques
18- Suivi d'élevage
19- Composition des essais d'aliments
20- Résultats des essais d'aliments

RESUME

Les opérations d'élevages sur la ferme pilote MAG 88/006 ont commencé fin Mai par la mise en bacs maturation des géniteurs dans le but d'obtenir des post-larves pour les premiers ensemencements des bassins. Deux espèces indigènes de crevettes ont été retenues:Penaeus monodon et Penaeus indicus.

Pour ces deux espèces, les maturations et les pontes contrôlées ont permis d'obtenir un nombre important d'oeufs de bonnes qualités qui ont été passés en élevage larvaire après éclosion. Un Million trente mille de Nauplii de P. monodon ayant donné 942000 Post-larves (91% de survie de Nauplii à P5). 870000 Nauplii de P. indicus pour 652000 Post-larves (75% de survie de Nauplii à P5).

La phase de nursery qui a suivi l'élevage larvaire a duré 15 jours (P5 à P20) pour P. monodon et 10 jours pour P. indicus. Les survies obtenues sont respectivement de 75% et 77%.

L'ensemencement des bassins (7 bassins couvrant 7 Ha) a eu lieu le 04/07/89 pour 262000 Post-larves de P. monodon et le 17/07/89 pour 250000 P. indicus. La récolte est prévu fin Novembre.

I— ELEVAGE DES GENITEURS

L'élevage des géniteurs (P. monodon et P. indicus) a commencé le 24 Mai 1989. La pêche des géniteurs dans le bassin à marée a été effectué en 4 étapes. Pour P. indicus, en plus des géniteurs tirés du bassin à marée, l'effectif a été complété par des individus provenant des bateaux de pêche.

11— Alimentation

Les aliments des géniteurs sont constitués d'une part, des produits frais comme les crabes (Scylla serrata) pêchés dans les bassins, les huîtres, Pyrosus sp et d'autre part des produits congelés comme les têtes de crevettes et les calmars.

12— Renseignements sur les animaux

Les géniteurs sont placés dans deux bacs rectangulaires de 12 m³ l'un avec une lumière très reduite. Sur 28 P. monodon et 95 P. indicus élevées, les nombres de mues par jours sont respectivement de 1.1 et 4.

13— Facteurs biotechniques

• la température: elle varie de 27 à 28°C. La moyenne est de 27°5,
• la salinité oscille entre 35 et 36p1000,
• le pH fluctue autour de 7,61 à 8,45,
• le sex-ratio dans le bac A (P. monodon) est de 0,9 mâle pour une femelle,
• la biomasse par bac a été de: 225g/m² pour P. monodon
                                                 : 229g/m² pour P. indicus,
• le changement d'eau varie de 150 à 200% par jour.

14— Statistique d'élevage

l'évolution de l'effectif des géniteurs est présentée par le tableau suivant:

* Mortalité survenant surtout après l'épédonculation et le transfert.

Tableau n^o1: Effectif des géniteurs

15— Résultats

Les résultats de la sortie pour la ponte sont donnés par le tableau suivant:

* EP: Epédonculées NEP: Non épédonculées

Tableau n^o2: Sortie pour la ponte

Sur les 5 femelles qui ont pondu, les pontes des trois d'entre elles sont utilisés pour la suite de l'élevage.

16— Transfert des géniteurs

Dès que les post-larves arrivent à un certaine stade où les risques de mortalités sont minimes, les géniteurs ont été transférés dans le bassin géniteur de 1850 m² de surface où ils devront attendre la prochaine production.

Le transfert a eu lieu le 05 juillet 1989. Les effectifs sont montres par le tableau suivant:

Conclusion et discussion

L'objectif de l'élevage des géniteurs en “bacs maturations” est de regrouper la maturation des femelles. Cet objectif a été atteint, mais il reste à corriger la qualité des oeufs pondus.

La nécessité de l'épédonculation a été démontrée par le nombre de femelle ayant pondu.

Le nombre insuffisant de mâles, surtout pour les indicus peut expliquer le faible taux de fécondation. Normalement, Le sex ratio devrait tourner autour de 0,7 à 1 par femelle. Enfin on note que les géniteurs préfèrent les crabes commes alimant frais. Ce qui nécessite la connaissance d'un lieu de pêche pouvant satisfaire à la demande éventuelle.

II— PONTES ET ECLOSIONS

Les femelles (prêtes à pondre) sont isolées dans des bacs cylindro-coniques de 500 litres vers 20 heures du soir. La ponte survient la nuit, le matin les oeuf sont récupérés sur des tamis (100 et 250 microns). Après comptage, les oeufs sont mis dans les trois incubateurs à une densité moyenne de 600 oeufs par cm² pour P. monodon et 400 à 500 oeufs par cm² pour P. indicus

Les résultats de pontes sont donnés dans les tableaux n^o4 et n^o5. On peut en tirer les renseignements suivants.

21— P. monodon (tableau n^o4)

Nous avons mis au maximum 2 femelles par bac pondoir. Avec un poids moyen de 150 g, une femelle peut donner environ 1200000 oeufs à 70% de fécondité. A une température de 27°6 et à salinité de 35‰, 40.5% d'oeufs fécondés donnent des Nauplii après 16 à 20 heures d'incubation.

Comme il a été remarqué dans d'autres écloseries (France Aquaculture) travaillantsur P. monodon, l'optimum de poids pour les femelles est de 120 – 150 g, au dessus le taux d'éclosion est nettement moins élevé.

22— P. indicus (tableau n^o5)

On arrive à placer 6 femelles par bac pondoir. Une femelle ayant un poids moyen de 35,8 g peut donner jusqu'à 300000 oeufs. Par rapport à l'espèce P. monodon, les taux de fécondités sont assez faibles. En moyenne, nous avons observé 41,5% d'oeufs fécondés (contre 70% chez P. monodon). Par contre, les taux d'éclosions sont beaucoup plus élevés, 67% d'oeufs fécondés ont donné des Nauplii. Les causes de cette faible fécondité peuvent être les suivantes:

• fécondité liée à l'espèce,
• épédonculation effectuée à un moment non favorable,
• sex ratio anormal: 0,9 mâle par femelle pour P. monodon et 0.5 pour P. indicus
• condition de température non favorable à la ponte (début saison fraîche). Il peut s'avérer intéressant de réaliser des pontes en saison chaude (Décembre-Janvier). Ceci permet d'avoir une température un peu plus élevée à la fois dans les pondoirs et dans les éclosoirs.
• bacs pondoirs enduits de résine (difficile à nettoyer) et non favorable pour une bonne ponte.

Tableau n^o4: Ponte et éclosion P.monodon

Tableau n^o5: Ponte et éclosion P. indicus

III— ELEVAGE LARVAIRE

Les nauplii récupérés dans des seaux de 10 litres sont comptés puis transférés directement en bacs larvaires remplis à 1500 litres avec de l'eau de mer filtrée à 5 microns.

31— Protocole de travail journalier

Quotidiennement, plusieurs opérations ont été effectuées sur chaque bac:

• Prise de température et salinité
• Contrôle de l'aération
• Alimentation traitement antibiotique, antifongique
• Comptage
• Examen des animaux sous loupe binoculaire ou sous microscope pour détermination des stades larvaires, l'état physiologique, la présence éventuelle de maladies.
• Lavage, rinçage, chlorage des petits matériels utilisés,
• Remplissage des fiches d'élevage.

32— Les conditions biotechniques d'élevage

Les 4 bacs larvaires ont chacun un volume de 2m³ (bacs cylindro-coniques). Avec un bullage continu, le maximum de saturation en oxygène dissous ainsi que le brassage de l'eau sont assurés, les condition biotéchniques sont montrées dans le tableau n^o6.

Tableau n^o6: Conditions biotechniques de l'élevage

33— Alimentation

331- Nature

Trois types d'aliments ont été utilisés:

• Algues unicellulaires: Isochrysis galbana affinis et Platimonas suesica
• Microparticules alimentaires type ACAL: tailles 50/125 et 120/350 micron.
• Artemia sp (SFB): fraîchement éclos.

L'alimentation, les traitements et les résultats de survies sont donnés dans les tableau n^o7 et 8.

IL faut remarquer que chez P. monodon nous n'avons utilisé que très peu d'algues unicellulaires alors que chez P. indicus ce type d'aliment assure les dix premiers jours d'élevage larvaire.

332- Quantité distribuée, fréquence d'alimentation et survie

La ration est ajustée au nombre de larves et à leur consommation. Celle-ci est suivie par l'évolution de la densité des proies et de l'état de replétion des estomacs des larves, contrôlés sous loupe binoculaire sur de petits échantillons de larves.

a)- P. monodon

* besoin total

Avec un nombre initial de 1030000 Nauplii, il nous faut:

• 152 g de microparticules alimentaire de taille 50–125 microns
• 680 g de microparticules alimentaire de taille 120–350 micron
• 6 boîtes d'oeufs d'artemia (SFB) de 425 g à 50% d'éclosion.

* fréquence de distribution

Les microparticules sont distribuées quand l'estomac des larves n'est pas bien rempli, en géneral 5 à 6 fois par jour.

L'artemia est distribué 2 fois par jour à partir du stade Z3 (10 Nauplii par larve) à P4 (30 par larve).

* Traitement

Le traitement antibiotique (Chloramphenicol) se fait tous les deux jours à partir de J3. La dose préventive varie de 2 à 5 g/m³ en fonction du stade de développement. Il faut 216 g de chloramphenicol pour 1030000 Nauplii.

L'antifongique (treflan à 1 ‰) a été donné deux fois par jour dès le début de l'élevage. La dose journalière varie de 4,5 à 90 ml/m³. Soit au total 7,456 litres de treflan à 1‰ pour les 4 bacs.

* Survie

C'est la partie qui nous intéresse le plus (dernière colonne du tableau n^o7). Les 1030000 Nauplii donnent 942500 Post-larvres de 4 jours (16^e jours depuis l'éclosion), soit une survie de 91%. Par bac, les survies sont bonnes dans l'ensemble.

En fonction des stades larvaires, les Nauplii et les Zoés présentent la plus forte mortalité.

* 4 bacs contenant 1030000 Nauplii

Tableau n^o7: Alimentation - traitement -survies P.monodon du 02/06/89 au 18/06/89

b)- P.indicus

Les larves des P.indicus reçoivent des algues unicellulaires (Isochrysis affinis de J2 à J6 et Platymonas suesica de J6 à J11). Les densités algales dans les bacs augmentent en fonction du stade de développement des larves. La quantité d'algues à distribuer journalièrement est ajustée suivant la quantité d'algues restantes. Vue que les algues produites ne sont pas suffisantes pour assurer les besoins (voir annexe I), on ajoute des microparticulles alimentaires 120–350 microns filtrées sur 100 microns et des 120–350 microns non filtrées.

* Besoin total

Concernant les besoins totaux, les 4 bacs larvaires contenant 870000 nauplii nécessitent:
379 litres d'I.affinis à 1,8 à 2*10⁶ cellules par ml.
1110 litres d'P. suesica à 10⁵ à 3*10⁵ cellules par ml.
3,5 sachets de 500 g de microparticules type ACAL.
3,5 boîtes de 425 g d'Artemia SFB à 58% d'éclosion.

* Traitement

Les traitements antibiotiques et antifongiques sont les mêmes que chez P. momnodon. Pour les 4 bacs, nous avons utilisé 5,461 litres de treflan à 1‰ et 184 grammes de chloramphénicol.

Dans cet élevage de P.indicus, nous avons ajouté du fertilisant afin de maintenir les souches algales. Ce fertilisant a comme formule:

Ce fertilisant a posé un problème sur la croissance et le développement des larves. Nous avons constaté que le stade Zoé 1 des P.indicus présente un retard de 12 heures environ par rapport aux P.monodon (48 h contre 60 heures). Cette inhibition de la croissance semble être due à la substitution du phosphate d'amonium par le chlorure d'amonium. Ainsi, en arrêtant l'utilisation du fertilisant, la croissance des larves s'est déroulée comme prévue.

* Survie

La survie moyenne est de 75%, mais en enlevant celle du bac n^o1 elle augmente jusqu' à 85%. Deux raisons peuvent expliquer cette chute de survie dans le bac 1:

• l'absence d'alimentation en J₁ (passage du stade nauplii au stade zoé 1 Plus rapide que prévu).
• l'utilisation du fertilisant inhibant le développement et la croissance des larves.

Tableau n^o8: Alimentation - traitement -survies P.indicus du 20/06/89 au 07/07/89

Conclusion

Pour terminer, on peut dire que ces premiers élevages larvaires donnent de bons résultats. On peut cependant essayer de donner quelques recommandations pour optimiser nos résultats.

• Suivie encore plus intensive de l'élevage pour éviter l'absence d'aliment dans les bacs au passage Nauplii/Zoé 1.
• Ne pas modifier la composition du fertilisant recommandé pour l'élevage larvaire. Au besoin utiliser la formule pour algues extérieures:

  KNO3	:   4 g
  NaH2PO4	:   1 g
  Na2SiO3	:   1 g

• Travailler si possible à des températures supérieures à 28°C ce qui facilitera le passage des stades larvaires , cause principale des difficultés rencontrées lors de cette première production.

IV— ELEVAGE EN NURSERY

c'est une étape de transition entre l'écloserie et la phase de grossissement proprement dite. Sa difficulté se situe sur la limitation des risques de mortalité et aussi sur l'appréciation des besoins alimentaires.

L'élevage est pratiqué dans des bacs circulaires d'un volume de 100 m³, munis d'un système d'aération continu.

Les densités initiales (en Post-larve par litre) dans chaque bac sont données par le tableau suivant:

L'élevage en nursery des P.monodon a duré 16 jours de P5 à P20. Pour P.indicus, celui-ci n'a duré que 11 jours de P5 à P15.

41— Alimentation

Les aliments sont constitués de microparticules du type ACAL de 120–350 microns et de granulés “président” broyés à une dimension comprise entre 335 et 500 microns (tableau n^o9). En plus des microparticules, des artemias sont aussi distribués. Selon la croissance des post-larves, on leur donne des artemias fraîchement éclos Ao ou A2 (artemia de 2 jours) ou des artemias adultes congelés. Généralement, l'aliment est distribué en 4 repas, à 6 heures du matin, 12 h, 18 h et 22 h. Les artemias sont par contre partagés à 10 h et à 16 h. L'augmentation de la quantité d'aliments à distribuer est fonction des restes qui ne sont pas ingérés. Des nettoyages par siphonnage s'avèrent nécessaires pour enlever les restes d'aliments, les fèces et d'autres détritus.

Le renouvellement d'eau se résume dans un premier temps en un remplissage progressif jusqu'à 100 m³ et dans un second temps à un changement croissant d'eau de 20 à 50 % de son volume.

Entrée: 18-06-89
Sortie: 03-07-89

Tableau n^o9: Alimentation en nursery P. monodon

Entrée: 07-07-89
Sortie: 17-07-89

Tableau n^o10 : Alimentation en nursery P. indicus

42— Paramètres biotechniques

La température varie de 24 à 26°C; elle est plus élevée pendant la fin de l'après midi. On a constate une diminution remarquable de la température durant l'élevage des P. indicus. Les moyennes de températures sont données par le tableau n^o 11 cidessous:

Tableau n^o11: Température moyenne des bacs

43— Résultats

431- P. monodon

Les résultats statistiques de l'élevage sont résumés dans le tableau n^o12:

Tableau n^o12: Résultats statistiques

L'ensemencement des bassins B2, B4, B6 et le bassin à marée a été effectué à partir des post-larves du bac nursery C. L'effectif est ensuite ajusté à partir des individus du bacs A, et ceci en fonction du taux de mortalité observé dans les cages de survie mis dans chaque bassin. La méthode de calcul des poids moyens est donnée en annexe.

L'ensemencement des bassins a été effectué le 03 Juillet 1989 à 16 heures et le 04 Juillet 1989 à 16 h 30.

Les paramètres au cours de cette phase sont les suivants:

* surface/fond

Tableau n^o13: Températures et salinités au moment d'ensemencement P. monodon

La différence de température tourne autour de +2°C lors du deuxième transfert. Notons que l'ensemencement des post-larves se fait directement dans les bassins.

432- P. indicus

Pour les P. indicus l'ensemencement dans les bassins, en deux étapes a nécessité une vidange complete du bac suivi d'un réensemencement.

Les paramètres au cours de l'opération sont les suivants:

Tableau n^o14: Températures et salinités au moment d'ensemencement

Notons que la différence de température le bac et les bassins oscille autour de +2 à +3°C.

44— Bilan alimentation

La consommation totale en microparticules et en artemias durant l'élevage des P. monodon et des P.indicus est résumée sur le tableau n^o15:

I: P. monodon
II: P. indicus
*: X 1000000

Tableau n^o15: Besoin total en aliments

* Au cours du broyage de l'aliment président, la taille 335–500 représente seulement ¼ du poids total broyé.

L'utilisation d'artemia adulte comme aliment des Postlarves est bénéfique sur le gain de poids. à condition de les distribuer dès que la relation taille-proie est suffisante.

L'élevage des artemias a nécessité 2,25 kg de farine Président pour les A2 et 6,65 kg pour les artemias adultes.

L'alimentation des P. indicus est assurée en majeure partie par des artemias. Les raisons pour lesquelles l'aliment Président broyé n'est pas utilisé durant l'élevage des P. indicus sont les suivantes:

• Les granulés Président floculent directement au fond et les crevettes n'en bénéficient qu'au cours de la durée de chute de la microparticule seulement.

• difficile à ingérer.

Conclusion et discussion

Malgré la baisse de la température lors de l'élevage des P. indicus, ces derniers ont quand même atteint un poids moyen équivalent à celui des monodon alors que leur séjour au Nursery n'est que de 11 jours seulement. On constate qu'elles sont plus actives et mangent beaucoup plus que les monodon.

Si l'élevage en Nursery avait été effectué durant la saison chaude, le résultat obtenu sur le poids moyen aurait pu être meilleur.

5.— ELEVAGE D'ARTEMIA Sp

51— INTRODUCTION

L'artemia sp est une espèce de crustacés marin de petite taille (<10 mm). L'essai décrit avait pour but de produire des Artemia adultes qui seront congelés et donnés ensuite comme aliments aux post-larves de l'étape nursery.

52— MATERICLS ET METHODES

521— Incubation et éclosion

L'incubation des cystes d'artemia se fait dans la salle d'Artemia après avoir effectuer l'hydratation qui consiste à laisser les cystes pendant 20 à 30 minutes dans un seau d'eau douce. Puis on les verse dans un bac contenant 200 litres d'eau de mer à forte aération durant 17 à 24 heures d'incubation. Après, on récolte les nauplii en utilisant le tamis de 100 microns, qui sont transférés dans le bac nursery après le comptage. Le bac nursery a une forme cylindro-conique de 11,60 m de diamètre, de 115 ^m3 de volume (à 1 m de hauteur). muni d'un système d'aération.

522— Renouvellement d'eau

Au départ, on augmente journalièrement le niveau d'eau jusqu'au neuvième jour (1 mètre), puis à partir de ce niveau, on fait un changement partiel de 30%.

523— Suivi du milieu d'élevage

Elle se fait biquotidiennement à 8 heure 30 minutes et à 17 heures:

• température
• salinite
• pH
• oxygène dissous

524— Alimentation

On leur donne deux fois par jour, de la farine de granule PRESIDENT broyé et tamisé 335 microns pendant les 3 premiers jours de grossissement, puis progressivement on distribue jusqu'à 6 repas en fonction de la quantité d'aliments.

525— Récolte

La méthode de récolte essayée en premier par siphonnage du bac et récupération sur un tamis de 335 microns a été rapidement, abandonnée car trop lente (débit de 2 litres par seconde). La technique adoptée est de vidanger le bac par le trop-plein et de récupérer les artemias sur un tamis de 1 mm.

* Calcul du poids d'un artemia

• Peser 0,1 mg d'artemia égoutté
• Compter le nombre (n) d'individu à l'intérieur du 0.1 mg

* Calcul de l'indice de conversion

	Avec R = Ration pendant la période (10 jours)
	Pt = Poids total pendant la période
	N: nombre d'individus
Pt =N.Pm	Pn: Poids moyen

53— RESULTATS ET DISCUSSIONS

531— Incubation et éclosion

Le tableau n^o16 nous montre la durée d'incubation: 17 heures pour un pourcentage d'éclosion de 73 %. Ceci semble être lié à la bonne qualité des oeufs et aussi aux conditions optimum de température et de durée d'incubation.

532— Paramètres physico-chimiques

Les paramètres physico-chimiques, donnés par le tableau n^o17 indique que:

Le pH varie de 8,40 à 7,75
La salinité est comprise entre 34 et 36‰

532— Développement et alimentation

Le suivi du nombre et du stade de developpement se fait journalièrement (tableau 2). Les nauplii de un jour (Ao) vont donner des métanauplii (A₁=2jours), métanauplii A₂=3jours) qui se distinguent entre eux par la taille. Au 7eme jour, on arrive au stade juvénile A₇, puis adulte. On signale que la croissance des Artemia se fait par mue successive.

La variation journaliere du nombre d'individu s'explique par le fait que les larves d'Artemia ainsi que les adultes ont tendance à se regrouper. En général, le nombre d'individus diminue au fur et à mesure de la croissance, avec un taux de mortalité de 25% dans les 9 premiers jours.

533— La récolte-

Au dixième jour, on a récolté 11,5 kg d'Artemias adultes égotté qui correspond à 5.500.000 individus, si chaque Artemia pèse 2,1 mg en moyenne.

La diminution de la biomasse finale peut être due:

1. par la méthode de récolte: en effet, la taille des Artemia varie de 5mm à 10mm de long mais de diamètre très faible (1mm), donc certains peuvent passer à travers la maille du tamis de 1 mm,
2. la forme du bac ne se prête pas en un tel élevage car les aliments qui sont distribués tombe sue le fond et ne sont plus disponible pour les artemias.
3. par la variation des paramètres physico-chimiques (température, O₂ dissous …).

L'indice de conversion, qui est de 2,4 montre un léger surplus d'aliment. Cette surnutrition peut être le reflet de la densité très faible, 100000 /m³ en moyenne au lieu de 3*10⁷ (IFRCMER STATION MCRCA 1983-1984).

Conclusion

On peut dire qu'avec quelques précautions et quelques modifications(par exemple Air-lifs pour la remise en suspension des aliments), on pourrait optimiser l'élevage d'artemia. L'utilisation d'un bac de plus faible volume permettrait d'augmenter les densités et ainsi de distribuer moins d'aliment, l'indice de conversion serait meilleur et les conditions sanitaires également.

La croissance obtenue aurait pu être supérieure dans les conditions de températurer plus favorable. Les données obtenues avec ce premier grossissement d'artemia nous serviront comme base de travail pour le prochain cycle de production prévu en Octobre.

Tableau n^o16: Incubation et éclosion

Tableau n^o17: Suivi des paramètres physico-chimiques

tableau n^o18: Suivi de l'élevage                                                                                             juv: juvénil

VI— FABRICATION D'ALIMENT LOCAL

(Partie 1)

La fabrication d'aliment à partir des matières premières locales est prévue pour le projet d'aquaculture de crevettes. On a essayé de fabriquer une certaine quantité dont le but est d'observer l'état des granules humides et la tenue à l'eau.

61— Principe

• Broyer les têtes de crevettes et les poissons à l'aide d'un robot coupe R. 25, serie 10.
• Les mélanger avec les farines dans la cuve du robot sauf pour la farine de manioc qui doit être préparée préalablement.
• Passer au hachoir BARTHELEMY
• Récupérer les spaghettis dans les mangeoires.
• Mettre une certaine quantité de spaghettis dans l'eau de mer et une autre séchée au soleil.

62— Matières premières et composition

Ceci est donné par le tableau n^o19. Il est à noter que la composition de départ (essais I, II, III) est celui proposé par CUZON à partir d'une programmation linéaire (logiciel FORMAT), en prenant celui qui contient le maximum de protéines, c'est à dire contenant 21% de protéines.

63— Résultats et discussions

Les 4 premiers essais dans le tableau n^o20.
L'essai I nous montre que la tenue à l'eau des granulés séchés est largement supérieure à celle des granulés humides. Ceci semble être lié à la quantité d'eau dans le produit (42, 32% au lieu de 12% d'après l'analyse proximale de CUZON). en plus, les matières fraîches contiennent déjà 30% d'eau. On peut dire qu'il ne faut pas ajouter de l'eau douce car l'eau dans les matières fraîches est suffisante.

Essai Il: La même composition que l'essai I mais on utilise les têtes de crevettes broyées pour diluer la farine de manioc. L'état externe est satisfaisant mais la tenue à l'eau est faible.

Il en est de même pour les essais III et IV en augmentant la quantité de farine de manioc.

Ces 4 essais nous permettent d'avancer une hypothèse: “la tenue à l'eau semble être liée à la propriété liante de la farine de manioc”.

Les têtes de crevettes ne peuvent pas hydrolyser la farine de manioc pour avoir une pâte épaisse. Ceci est vérifié lors des essais II et IV, car après le passage à l'étuve pendant 3 heures on observe que les granulés séchés contiennent la moitié d'eau des granulé humides alors que la tenue à l'eau reste faible.

C'est à partir de ces hypothèses qu'on a effectué l'essai V “test”. Nous avons pris la même composition que l'essai IV en diluant la farine de manioc dans 700 ml d'eau douce et chauffer à 37 °C (tableau n^o20).

Pour cela nous avons effectué deux essais parallèles ayant les mêmes conditions (broyage, température, durée de cuisson, farine utilisée) mais l'une avec de l'eau et l'autre mélangée seulement avec les têtes de crevettes sans addition d'eau. Les résultats sont résumés dans le tableau n^o20.

On peut conclure que les granulés (A) avec eau et séchés donnent la meilleure tenue à l'eau (1 h 40). Le seul problème reste l'état des granulés humides sortant du hachoir. Ceci peut être amélioré en augmentant un peu la quantité de son de riz.

Conclusion

En modifiant plusieurs paramètres (température de broyage, durée de cuisson, quantité d'eau, composition), on arrive à vérifier une hypothèse: “La tenue à l'eau dépend essentiellement du caractère liant de la farine de manioc et du blé, mais l'aspect des granulés sortant du hachoir est lié à la quantité d'eau”.

D'après HASTINGS 1970, MEYER 1970, la qualité des aliments est jugée à la dureté, la résistance à l'émiettement et à l'aspect. Cette qualité est fonction est fonction :

• de la finesse du broyage
• de l'humidité des farines
• de l'augmentation de la température au moment du broyage
• de la taille des granulés
• des ingrédients de la formule alimentaire

Des améliorations peuvent être apportées pour augmenter la cohésion et la tenue à l'eau.

• en poussant la finesse du broyage
• en a joutant de faible quantité d'eau
• en augmentant la température au moment du broyage
• en incluant des ingrédients fibreux
• en augmentant la quantité d'amidon qui, par hydrolyse et sous l'effet de température pourra gélatiniser.
• en incorporant des liants.

A la fin, on arrive à fabriquer des granules un peu plus stables dans l'eau (tenue à l'eau 1 h 40 mm). Il reste à savoir si les crevettes peuvent s'adapter à un tel régime alimentaire. Ce qui est l'objectif de la fabrication d'aliments à partir des produits disponibles pour le projet d'aquaculture de crevettes.

* par g de farine de manioc

Tableau n^o19: Composition des essais d'aliments

Tableau n^o20 : Résultats des essais d'aliment.

ANNEXE I
CULTURE D'ALGUES UNICELLULAIRES

I— BUT

Le but de la culture d'algues est de fournir de la nourriture aux larves de crevettes du stade Zoé jusqu'au stade Mysis en élevage larvaire.

II— ESPECES CULTIVEES

Trois espèces sont cultivées:

Ces souches ont été ramenées de France, le premier arrivage en Février 1989 et une autre souche de Chaetoceros calcitrans et d'I. galbana aff en Avril 1989.

Ces algues ont été acclimatées et cultivées in vitro dans le laboratoire de “contrôle de qualité” des Pêcheries de Nossi-be (PNB) de Février à Juin en attendant la fin des travaux de l'écloserie.

III— MILIEU DE CULTURE

Dans la salle d'algues, on utilise:

(*) : Pour les diatomées seulement
Pour préparer Il de milieu de culture, il faut 1 ml de solution N^o1, 4, 5 et 0,1 ml de solution N^o3.

Pour la culture d'algues extérieures:

IV— CONDITIONS DU MILIEU EN SALLE D'ALGUES

Température ambiante: 22°C Filtration de l'eau : 50 - 10 - 5 et 1 microns Stérilisation de l'eau de mer aux rayons U.V. avec un débit maximal de 60 1 par mn

Aération : air + CO₂ avec un débit de 0,4 1 par mn Lumière : 19 tubes fluorescents de 40 W La salle d'algues de l'écloserie n'a pu être fonctionnelle qu'à partir du 08 juin

V— RESULTATS

Les nombres des cellules donnés par le tableau cidessous sont des valeurs moyennes obtenues durant les deux derniers mois de la culture.

I: nombre initial
II: nombre final

Pour les cultures en grand volume, nos résultats sont encore très loin de la concentration atteinte par les autres écloseries.

Pour passer du tube à essai jusqu'au volume de 200 litres, il faut un mois de multiplication.

VI— PROBLEMES RENCONTRES

* Produits chimiques

Bon nombre de produits ont été substitués car la livraison de ces produits a pris beaucoup de retard et n'est arrivé à NOSY-BE qu'en Mi-Juin.

• Na H2 PO4, 2(H2O) par Na2 HPO4
• Fe C13 par Fe2 (SO4)3
• Zn C12 par Zn SO4)
• Pour la solution vitaminée, des ampoules de vitamines B1, B12 et de vitamines B1 vendues en pharmacie ont été utilisées.
• Na2 SiO4, 5(H20) par l'extrait de sol qui est préparé de la manière suivante:
  • séchage de l'échantillon de terre au soleil
  • dilution selon le rapport d'un volume de terre pour deux volumes d'eau distillée
  • etuvage dans l'autoclave
  • décantation pendant quelques heures-filtration
  • stérilisation à 121°C pendant 20 mn
  • dose d'utilisation: 50 ml par ml de milieu

La souche de Chaetoceros a très vite dégénéré pour deux raisons: la salinité de l'eau de mer 35‰ et le manque de Na2 SI03. La teneur en cet élément dans l'extrait de sol est très variable.

* Verreries

• quantité insuffisante surtout pendant la période de pointe.
• Les pipettes de 1 ml ne sont pas adéquates pour l'ensemencement.
• Faute d'erlen de grand volume (3-5 l), des sachets en polyéthylène ont été utilisés dont la stérilité laisse à désirer. Ainsi, les bacs de 25 et 200 l sont contaminés quelquefois par des ciliés.

* Purification des souches

La purification des souches sur gélose s'effectue tous les deux mois: 15 jours sur gélose et 15 jours en tube à essai dans un milieu liquide.

Le repiquage des colonies d'I. galbana est toujours un échec.

* Gaz carbonique

Une bouteille, débitant 0,4 litre par mn et travaillant en continu ne dure que 17 jours

VII— SOLUTION

Au terme de ce premier élevage larvaire, des désirata suivants peuvent être énoncés en vue d'améliorer la qualité du travail dans la salle d'algue pour le prochain élevage.

• Augmentation du nombre des petits matériels en verre.
• Améliorer la technique de repiquage de l'I. galbana.
• Exploitation des bacs d'algues extérieures afin de produire une grande quantité d'algues.
• Pour Chaetoceros calcitrans, en particulier, la réduction de la salinité à 28–30 ‰ s'avére nécessaire
• Pour la prochaine production, il est encore nécessaire de faire parvenir des nouvelles souches de l'extérieur.

Conclusion

L'utilisation des microparticules pour l'élevage larvaire a permis de pallier l'insuffisance et la mauvaise qualité des algues pour cette première production.

L'absence des produits chimiques adéquates a dès le début été le handicap principal. Malgré cela, le maintien des souches et une production d'algues ont eu lieu, ce qui permet d'être optimiste pour la prochaine production.

ANNEXE II
DETERMINATION DU POIDS MOYEN ET DE LA TENEUR EN EAU DES P15 _ P20

* MATERIEL

• Filtre à maille de 1 mm
• Papier filtre
• Balance Mettler à 0,01 g près.

* MODE OPERATOIRE

• Collecter les échantillons à l'aide d'une épuisette, les mettre dans un seau de 10 litres.
• passer tout le contenu du seau à travers le filtre, laisser égoutter.
• Après avoir égoutté, déverser l'échantillon sur un papier filtre sec.
• Peser.
• Transvaser l'échantillon sur un autre filtre sec, faire attention lors du transvasement.
• Peser le premier papier filtre mouillé.
• Peser le deuxième papier filtre avec l'échantillon.
• Transvaser sur un autre papier filtre l'échantillon, répéter plusieurs fois l'opération jusqu'à l'obtention d'un papier filtre sec et ensuite compter le nombre de l'échantillon sur le papier.

* MODE DE CALCUL

-   Poids moyen

Soit P le poids de l'échantillon avec le dernier papier filtre et, P' le poids du papier filtre.

Le poids moyen de chaque individu est de:

-   Teneur en eau

Soit Pe, le poids de l'échantillon à la dernière pesée et, P'e le poids de l'échantillon à la première pesée c'est à dire juste après l'égouttage. On a la teneur en eau:

N.B. Lors du transfert des Post-larves vers les bassins, en tenant compte de la vitesse d'égouttage et de la quantité à peser, nous avons pris dans nos calculs E'% = E% * 2.