CONSULTORIA EN MADURACION
DE CAMARONES PENEIDOS
(P. vannamei, P. stylirostris, P. schmitti) :
14/12/87 - 08/01/88
INFORME TECNICO
DE CAMARONES PENEIDOS
(P. vannamei, P. stylirostris, P. schmitti) :
14/12/87 - 08/01/88
INFORME TECNICO
| CONSULTORIA EN MADURACION DE CAMARONES PENEIDOS (P. vannamei, P. stylirostris, P. schmitti) : 14/12/87 - 08/01/88 INFORME TECNICO |
DRV/AQ/TAH. 88.43
CONTRATO NO. DP/CUB/86/004-2/F10
G. REMOISSENET
Este trabajo fue realizado entre el 17 de Diciembre y el 5 de Enero en la Estacion Experimental de Santa Cruz del Sur Camaguey, coin el fin de comenzar a lograr la produccion del año 1988.
Este documento presenta las condiciones necesarias y las recomendaciones, para instalar a partir de un cultivo de progenitores una producción de nauplios coin guidages de maduración, desove y eclosion.
Los hiperenlances que remiten a sitios Internet distintos de los de la FAO no implican, de parte de la Organización, ratificación oficial o responsabilidad respecto a opiniones, ideas, datos o productos presentados en dichos sitios, o una garantía de validez acerca de las informaciones que contienen. El único propósito de los enlaces a sitios distintos de los de la FAO es proporcionar otras informaciones disponibles sobre asuntos conexos.
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4 - UTILIZACION DEL BANCO DE PROGENITORES
5.1.1. TECNICA SEMIEXTENSIVA EN ESTANQUES DE TIERRA
5.1.2. TECNICA INTENSIVA EN ESTANQUES DE HORMIGON
5.2. SIEMBRA Y COSECHA
5.3. SELECCION
5.4. RECOMENDACIONES
5.4.1. RESUMEN DEL CALCULO DE LOS NUMEROS DE PROGENITORES
Y POST-LARVAS CORRESPONDIENTE EN EL CENTRO DE
DESOVE
5.4.2. TECNICA INTENSIVA
5.4.3. COSECHA
6.1.1. FACTORES AMBIENTALES PARA CONTROLAR LA MADURACION
6.1.1.1. CALIDAD DEL FONDO
6.1.1.2. FOTOPERIODO
6.1.1.3. CALIDAD DEL AGUA
6.1.1.4. ALIMENTO
6.1.2. ACLIMATACION, ABLACION OCULAR, DESPERMACION
6.1.3. MANTENIMIENTO DE LOS REPRODUCTORES EN MADURACION
6.1.4. DESARROLLO GONADAL
6.2.1. MATERIALES
6.2.2. FACTORES AMBIENTALES
6.2.3. ABLACION OCULAR, INSEMINACION ARTIFICIAL
7.1.1. MATERIALES
7.1.2. CALIDAD DEL AGUA
7.1.3. METODOS
8.1.1. MATERIALES
8.1.2. PARAMETROS NECESARIOS
8.1.3. DESARROLLO DE LA TECNICA
9 - CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES GENERALES
| DIA | LUGAR | ACTIVIDAD | PERTICIPANTES |
| 14 | Habana | Llegar | |
| 15 | Emp.Camaronic. - Habana | Elaboración del programa de trabajo. | M. Gomez, M. Formoso, R.M. Ross,S. Alvarez,-T. García, L. Ramos, - S. Gonzáles, J.M. Molina, V. Bagur. |
| 16 | Habana | Visita Sr.J.R.Yarza - (FAO). | M. Gomez |
| Viaje Santa Cruz del Sur | S. Gonzáles y J.M. - Molina | ||
| 17 | Sta.C.S. | Visita Estación Exp.-y de Produc.(C.Desove) | V. Medina S. Gonzales J.M. Molina |
| 18 | Discusión y elab.del - programma de trabajo : cultivo intensivo (P. schmitti) Maduración - P. schmitti del (medio natural : P. vannamei en cautiverio) | V. Medina L. Ramos S. Gonzáles V. Bagur J.M. Molina | |
| 19 | Haciendo la noche cuarto maduración. Modificación de los tanques. | Biólogos y Técnicos Maduracion | |
| 20 | Reunion trabajo madurac. | L. Ramos S. Gonzáles, L. Pérez, V. Bagur, y J.M. Molina | |
| 21–22 | Trabajo en maduración. Realizar modificaciones a estanques de hormigón para el cultivo intensivo de progenitores. | Biólogos y Técnicos de maduración. | |
| 23 | Mañana | Tomar inf. sobre las esp. cubanas en el M. Natural. | M. Formoso |
| Tarde | Conferencia de trabajo y mtto. del dpto.de maduracion. | Biólogos y Técnicos de maduración. | |
| Al | |||
| Atardecer | Cosecha de progenitores. | Biólogos y Técnicos de maduración. | |
| 24 | Mañana | Fin de cosecha | Biólogos y Técnicos de maduración. |
| Tarde | Recepción alimento fresco, distribución y conservación | Biologos y Tecnicos de maduracion. | |
| 25y | |||
| 26 | Mtto. de maduración | Biólogos y Técnicos | |
| Mad. | |||
| 27 | Mtto.ablación ocular de nembras. | Biólogos y Técnicos | |
| 28 | Mtto.Maduración,modificaciones del cuarto de desove. | " | |
| 29 | Mtto.Maduración, limpieza del cuarto desove | " | |
| 30 | Limpieza del cuarto de eclosión,Mtto.madurac. aumento de temperatura (calentadores) | " | |
| 31/12 | Mtto.de maduración | " | |
| 1/01 | |||
| 2 | Inseminación artificial sin desove. | ||
| 3 | primeros desoves | ||
| un parcial (Stress) | |||
| un total (fecundación y nauplios) | " | ||
| 4 | Viaje a Camaguey y cambio de dinero. | S. González | |
| 5 | Invitación del centro a paseo por los cayos. | S. Gonzáles V. Medina | |
| 6 | Viaje a la Habana | S. Gonzáles E. Regueira J.M. Molina | |
| 7 | Discusión inf., Conclusionnes, inf. de las experioncias de maduración | M.Borrero, M.Formoso R.M.Ross, S. Alvarez J.M. Molina, S. Gonzáles L.Ramos,V.Bagur-T. García, J.Diaz R. Vitier. | |
| 8 | Visita al Sr. Yarza (FAO) Regreso del asesor a-TAHITI |
NOTAS : 1 No se realizó la maduración de P. schmitti porque el banco de progenitores estaba malo (espermatoforos de mala calidad) y se rompió el motor del barco de pesca.
2 Debido a una falta de material de mantenimiento no se realizo la cria de progenitores en cultivo intensivo.
| DIA | ACTIVIDAD |
| 21 | Cosecha y selección de los progenitores : Mortalidad <5 % |
| Maduración : | |
Tanque 1 – 84 machos (más o menos buenos) | |
Tanque 2 – 90 hembras pequeñas | |
Tanque 3 – 67 hembras para experiencias de maduración. |
| Estanque de progenitores | 73 hembras pequeñas |
| 122 machos malos | |
| Calidad del banco : | más o menos buena (necrosis antenas cortas, exoesqueleto blando, animales pequeños |
| Pesos promedios : | Machos 23 g |
| Hembras 31 g | |
| Temperatura : | 24–26°C |
| Alimento en maduración : | Congelado : Calamar, Cabeza de Camarón |
| Fresco : Ostras y Almejas | |
| Ración diaria | Una vez al día congelada 3 veces al día fresco |
| 27 | Ablación ocular unilateral de hembras del tanque 3 Mortalidad = < 10 % |
| 30 | Aumento de la temperatura de los tanques (27°C para evitar Stress) de maduración. |
| Desove - 23 – 25°C | |
| 31-1 | Nuevo alimento fresco |
| Agua muy sucia | |
| Comida : | |
| 8 : 00 AM Pellet | |
| 12 : 00 M Almejas | |
| 4 : 00 PM Calamar | |
| 8 : 00 PM Ostiones | |
| 2 | Inseminación sin desove. |
| Las hembras no estaban totalmente maduras | |
| 3 | 2 Inseminaciones |
| 1 Total coin 65000 huevos, 30 % fecundación, 10 000 Nauplios (de vista, no se pudieron cosechar por no haber agua en la Estación). | |
| 1 Parcial - 20000 huevos sin fecundación (Stress) y masa de esperma en tanques). | |
| 4 | 2 hembras maduras (no había agua) |
| 5 | 2 hembras maduras (no había pinza para inseminar) |
| 6 | 2 hembras maduras, inseminación ----→ …? |
En Cuba es posible cosechar post-larvas del medio natural o hembras maduras de Penaeus Schmitti para la producción de huevos. Actualmente la camaronicultura esta dando los primeros pasos para la maduración de progenitores del medio natural, pero se espera lograr la cría de estos en cautiverio, para posteriormente aplicarle las técnicas de maduración ; es necesario destacar que en estos momentos existen bancos de progenitores coin especies foráneas (P. vannamei y P. stylirostris).
La técnica para la última fase de la cría de progenitores debe preparar a los animales para la maduración, es decir obtener progenitores coin un tamaño adecuado, buen estado de salud, sin necrosis, hembras maduras, y machos coin espermatóforos llenos, de buena calidad, por lo que el manejo del cultivo debe ser lo más cercano posible a las exigencias de los mismos.
Actualmente se pueden utilizar des tipos de tecnicas descritas coin precisión en la metodología de Pierre GAREN (France Aquaculture, Febrero 1987) :
| - PREPARACION DEL ESTANQUE | = | Secado, aereación del suelo coin rastrillo o arado de disco. |
| - FERTILIZACION | = | Para mantener un Secchi de 40–70 cm. |
| ORGANICA | = | 0,5 T/HA de Gallinaza, o 50 kg/HA de Harina de pescado. |
| O INORGANICA | = | Superfosfato 1 a 5 kg/HA/semana Urea 1 a 4 kg/HA/semana. |
| - SIEMBRA | = | 3–4 días despues de fertilizado 1 Animal/m2 coin una selección según el tamaño y el estado de salud. |
| RAZON DE SEXO | = | 1,5-2 ♂/♀ para P. stylirostris 1 ♂/♀ para P. monodon |
| - RECAMBIO DE AGUA | = 10 al 25 % diario según el SECCHI y el PH (Bloom Fitoplanctónico) | |
| - SECCHI | = | 40 – 70 cm |
| - PH | = | 7,5 – 8,5 |
| - SALINIDAD | = | Sin mucha variación, y de 28 - 38 ‰ al final de la cría. |
| - TEMPERATURA | = | MIN : 26°C Para P. vannamei |
| 24°C para P.stylirostris | ||
| MAX : 30°C Para la calidad de los machos de P. stylirostris y P. vannamei | ||
| - ALIMENTACION | = | Peletizado 2 % de la Biomasa (2 veces/dia) |
| 4 días tipo engorde ) una | ||
| 3 días tipo maduración)semana | ||
| = | Los 2 ultimos meses | |
| 2 días tipo engorde) 1,5 % | ||
| 3 días tipo ) Biomasa maduración ) | ||
| 1 dia alimento fresco (Calamar, Bivalva) 6 % Biomasa | ||
| 1 día ayuno. | ||
| - DURACION | = | 4 a 7 meses hasta alcanzar el tamano de reproducción y un buen estado de salud. Si hay problemas de calidad de agua o fondo reducido sin posibilidad de resolver se debe mudar los progenitores a otro estanque. |
| - SUPERVIVENCIA | = | 30 – 50 % |
(ANEXO 1)
| - PREPARACION DEL ESTANQUE | = | Secado |
| - FERTILIZACION | = | Anadir el 30 % del volumen o Inoculo procediendo de un estanque vecino en fase más adelantada y fertilización orgánica coin harina de pescado (500 g/100 m2) |
| - SIEMBRA | = | 2 o 3 dias despues de fertilizado poniendo 20 animales/m2 coin una selección según el tamaño y el estado de salud. |
| RAZON DE SEXO | = | 1,5 - 2 ♂/♀ para la inseminación artificial (Machos mas fragiles) |
| - RECAMBIO DE AGUA | = | 10 – 20 % diario, según el SECCHI y el PH (Bloom Fitoplanctónico) |
| - SECCHI | = | 40 – 60 cm |
| - PH | = | 7,5 – 8,5 |
| - LUZ | = | 30% – 50 % de la luz natural, uniforme. |
| - SALINIDAD | = | Sin mucha variación, y de 28 - 38 ‰ al final de la cria. |
| - TEMPERATURA | = | MIN : 26°C para P. vannamei |
24°C para P. stylirostris | ||
| = | MAX : 30°C para la calidad de los machos de P. Stylirostris y P. vannamei | |
| - ALIMENTACION | = | Los dos primeros meses 2 % Biomasa coin Pelletizado. |
| 3 días coin tipo engorde | ||
| 3 días coin tipo maduracion | ||
| 1 día ayuno | ||
| Luego | = | 5 días tipo maduración |
| 1 día alimento fresco (6% Biomasa) Mejillones y Calamar. | ||
| 1 día ayuno. | ||
| - DURACION | = | Hasta alcanzar el tamaño de reproducción y un buen estado de salud. |
| - SUPERVIVENCIA | = | 40 – 50 % |
- CONTROLES DE RUTINA
| DIARIAMENTE : | • Medir oxigeno disuelto (mañana y noche) |
| • PH | |
| • Temperatura | |
| • Trasparencia (Disco Secchi) | |
| • Color del agua | |
| • Observación del comportamiento de los animales | |
| • Limpieza de las mallas de filtración a la entrada y salida | |
| FRECUENTEMENTE : | • Medir amonio (0,1 ppm) Nitritos (2 ppm) Nitratos (5 ppm) coin estos maximos de agua ya regularizada. |
| • Observación por buceo de los Camarones y del fondo para cambiar parametros de cría si se necesita. | |
| • Sifonear el fondo. | |
| ES NECESARIO : | • Medir el oxigeno disuelto sobre todo por la noche cuando se detiene la producción del mismo y el consumo aumenta. Los animales empiezan a morir coin 1 ppm de oxigeno y no crecen mucho por debajo de 3 ppm. |
| • Medir la temperatura y ver si no hay estratificación, lo que puede bajar la calidad de los progenitores. | |
| • Sifonear cada semana el fondo del estanque de hormigón coin una manguera gorda (Æ = 63 mm) y anillada (para su dureza). | |
| • Medir el PH yy el Secchi para regular el recambio de agua. |
Para realizar la siembra y la ultima cosecha se debe hacer una selección de los animales.
La cosecha en los estanques de tierra o de hormigón puede ser parcial por medio de artes fijas (Red de pesca de plástico, de tipo jaula o nasa). Es necesario evitar la utilización de jamos pués estos estropean a los animales sobre todo cuando la temperatura es alta. Los progenitores deben cosecharse en pequeñas cantidades para que no se dañen, la selección se hará según el tamaño y el estado de salud de los camarones.
Cuando se desean obtener un número grande de progenitores, sse hace una cosecha total ; para esto se establece un ayuno en la tarde y se cosechan los animales al amanecer del día siguiente coin el objetivo de evitar una mortalidad grande y disminuir el stress.
En el momento de la cosecha se situa en la caja de pesca una jaula de red de plástico en la cúal se coloca una red de pesca que permita sacar los animles cuando se alcanza la cantidad máxima sin dañarlos, luego se trasladan los mismos a otras jaulas de red plasticas dispuestas dentro de los tanques preparados para este fin. En estos tanques sin tapas se debe proporcionar aereación u oxigeno.
Cuando la cosecha es total se puede utilizar un o dos tanques de maduración para hacer la selección final del banco de progenitores.
En caso de cosecha parcial la selección debe realizarse coin artes fijas en el estanque antes de hacer el traslado.
Antes de la cosecha debe averiguarse el tamaño de los progenitores, la calidad de los espermatóforos, (Ver anexo 2) y en general el estado de salud de los animales.
El tamaño minimo y óptimo de machos y hembras depende de la especie y la procedencia de los mismos (Ver anexo 3A)
La calidad de los espermatóforos depende de la calidad de la cria y sobre todo de la temperatura, la cual no debe sobrepasarse los 30°C para el caso de P. vannamei y P. stylirostris.
ASPECTOS QUE HAY QUE TENER EN CUENTA PARA PODER DETERMINAR EL ESTADO GENERAL DE SALUD DE LOS PROGENITORES Y SU SELECCION
Color y aspecto general del exoesqueleto
Dureza del exoesqueleto (excepto cuando hay Muda)
La presencia de algas epifitas, parasites, hongos o necrosis.
El estado de las branquias, los apendices y las antenas - (completos y limpios).
La vitalidad de los camarones.
La presencia de hembras maduras en el banco (sobre todo para P. stylirostris).
En las instalaciones de la estación de producción existen tanques de hormigón cerca del área de maduración, los cuales pueden utilizarse para el abastecimiento de los progenitores antes de la maduración (técnica mexicana) o para la segunda fase del cultivo intensivo (técnica francesa). La densidad de siembra en la última técnica es muy alta, por lo que debe calcularse la cantidad de animales necesarios para ver si la misma (más controlada así más segura) se puede aplicar según nuestras condiciones para Penaeus Schmitti.
Se efectua a partir de los promedios de los parametros biologicos ya obtenidos (anexo 3 A) o deseados (contrato FAO, anexo 3 B).
Primera hipotesis :
En la estación de producción se utilizan 36 tanques de 20 m3 de cría larval, coin una densidad final de 50 post-larvas per litro. Entonces se realiza una producción de 72 milliones de post-larvas por mes.
Con 60 % de supervivencia larval se debe producir 4 milliones de nauplios por día, y tener en la unidad de maduración 6000 hembras y 9000 machos por mes, lo que es demasiado para los 40 tanques de maduración de la estación de producción.
Secunda hipotesis:
Por todo lo anterior se puede decir que las capacidades de los tanques de maduracion son insuficientes si se comparan coin las capacidades de los tanques de progenitores y cría de larvas. Entonces, ahora se efectua el cálculo a partir de los 40 tanques de maduración. En tal caso se puede esperar 19 milliones de post-larvas porque se utilizan 1600 hembras de 35–40 g (80 por tanque) y 2400 machos de 25 g (120 por tanque) en el área de maduración. coin una mortalidad de 20 % ente la cosecha y la utilización de los reproductores se debe tener a la cosecha 5000 animales, sea una cantidad inicial de 10000 progenitores a la siembra en los estanques de hormigón, o 14 estanques de hormigón (72 m2 por tanque, densidad inicial de 20 animales por m2) al minimo (20 coin seguro) para abastecer las capacidades en maduración cada 4 meses (duración de la última fase del cultivo intensivo de progenitores). Sin embargo, la renovación de los reproductores se hace poco a poco, sabiendo que la vida útil de los reproductores en maduración esta alrededor de 2 meses. Por añadidura, una cosecha de un estanque de hormigón llenaria 3 tanques de hembras y 4 tanques de machos en maduración. Por ultimo, es posible esperar más larvas coin 40 tanques de maduración, el número de desoves por hembra y por mes deseado para Penaeus Schmitti (=1) pareciendo escaso.
Es importante que la altura del agua para el sistemo intensivo sea alrededor de 1 m para lograr el bloom y para tener una circulación de agua a todo lo largo del tanque (anexo 4).
Es necesario hacer los controles de rutina coin una manera stricta para cuidar el equilibrio del medio del cultivo intensivo.
Además, para el alimento de maduración sería mejor utilizar una cierta proporción de Nippai (como lo preconiza P. GAREN en su informe) al fin de obtener coin seguro progenitores de buena calidad.
Por último, los tanques de hormigón pudieran utilizarse además para el cultivo intensivo de pre-engorde.
Actualmente la cosecha en los tanques de hormigón se hace coin una red de plástico dispuesta a lo ancho del tanque y pescando los animales coin jamos. La selección debe hacerse coin jaulas de red plástica y aereación. Durante el verano es necesario hacer la cosecha en horas de la noche (5 horas de pesca/400 animales) para disminuir el stress y la mortalidad.
En el caso de utilizar cultivo intensivo coin agua de gran turbidez y fuerto consumo de oxigeno sera dificil aplicar esta técnica de pesca, pués es necesario hacer una cosecha total pescando los progenitores por la compuerta de salida del agua dentro de la caja de pesca para provocar menos stress. En este caso la seleccion se hará después de la aclimatación en los tanques de maduración.
Lo más indicado para estos casos es tener una salida coin un tubo de PVC de 16 cm de diametro para la cosecha, y un fundo coin pendiente.
Es importante realizar investigaciones sobre las posibilidades de cría de P. schmitti por el método de cultivo intensivo.
Pués coin esta técnica se pueden controlar coin más precisión los progenitores.
La maduración gonadal de las hembras ocurre de forma natural en los estanques, ya sean de tierra u hormigón, pero esta no es lo suficiente como para obtener desoves a escala productiva, por lo que se hace necesario disponer de un banco de reproductores en el cúal se puedan controlar factores esenciales tales como :
Iluminación
Calidad del agua (Renovacion, Filtracion)
Salinidad
Temperatura
Alimentación.
Para lograr la maduración de las hembras en las especies tropicales (Penaeus monodon, Penaeus stylirostris, Penaeus vannamei y Penaeus schmitti) se utiliza la ablación ocular unilateral, de esta forma se aumenta el número de maduraciones y el número de desoves por hembras del banco de progenitores.
Tanque circular de fibra de vidrio de 4 m de diametro (anexo 5) coin fondo sin sustrato para P. stylirostris y P. vannamei y doble fondo de arena especialmente para P. monodon.
Es necesario invertir el fotoperiodo para trabajar durante el día y chequear el desarrollo de los huevos durante la noche (Calidad de huevos).
Se recomienda un fotoperiodo de paises tropicales, LD = 12:12 controlandose coin un reloj automático y un reóstato para imitar el amanecer y el atardecer, utilizandose para ello iluminación artificial coin tubos fluorescentes o bombillos de 40 watts por tanque.
Si el desarrollo de los huevos es deficiente esto puede deberse a :
Mala calidad de las hembras (deficiente reacción cortical de los huevos) ver anexo 6.
Mala calidad de los machos (Divisiones anormales).
Mala calidad del agua y del alimento (Casi no hay eclosion)
(ANEXO 6)
El agua que se utiliza para la maduración debe pasar por un filtro de arena de 50 μm. El porciento de recambio diario del agua debe ser de 200 % o mas en el caso de que la turbides del agua sea muy alta, provocada por la mala calidad del filtro o por restos de alimentos (Sobre todo el calamar).
La salinidad debe mantenerse superior a 28‰ e inferior a 30 ‰.
La temperatura para P. vannamei y P. stylirostris debe estar entre 26–29°C, para P. monodon entre 27–31°C. Una temperatura más baja que las indicadas impide el desarrollo de las gonadas y una temperatura más alta inhibe el buen desarrollo de los espermatóforos.
La alimentación debe ser variada, deben utilizarse differentes tipos de alimentos frescos : Mejillones maduras, Almejas maduras, Ostras maduras, Poliquetos y calamar y fundamentalmente alimentos Pelletizados de maduración (NIPPAI)
El alimento fresco debe estar vivo o de uno a dos días en refrigeración. El NIPPAI u otros Pellets no son suficiente para la maduración, pero combinados coin alimentos frescos aumentan el número de maduraciones por mes.
La cantidad de alimento fresco debe estar en función de la Biomasa de los reproductores. En general se proporciona del 2–3 % de la biomasa para el peletizado y 6–10% hasta 20 % para el alimento fresco, pero es mejor ajustar las cantidades a las necesidades de los reproductores.
Al llegar los progenitores al área de maduración, es necesario aclimatarlos a las nuevas condicones ambientales. El tiempo de aclimatación estará en dependencia del estado de salud de los animales, este puede durar de 2 a 3 días, hasta 10 días (Desaparición de la mortalidad). La densidad de animales por tanque varia en función de la especie y del tamaño de los mismos (entre 6– 10 animales por m2). No deben tenerse densidades inferiores a 300 g/m2. Para especies de thelycum cerrado se logra la cópula natural coin una relación de sexo de una hembra por dos machos. En especies de thelycum abierto se espera la cópula en los tanques de maduración en un 5–20 % (Para P. vannamei) coin una relación de sexo de 4 hembras por 3 machos, pero solo coin animales procedentes del medio natural. En el caso de que los animales provengan de tanques no es necesario situar a los machos en los tanques de las hembras, por lo que puede utilizarse tanques para hembras y tanques para machos, coin una relación de sexo de 1 hembra por 1,5 macho (más fragile). Una vez aclimatados los reproductores, se realiza la ablación unilateral del pedúnculo ocular (para esto es necesario disminuir la temperatura a 24°C, esto disminuye el metabolismo de los animales causandole menos stress a los animales) efectuando una ligadura coin hilo de algodón, cerca de la base del pedúnculo, después se corta coin tijeras por encima del nudo para evitar la perdida de hemelinfa por la herida ; luego se debe ir aumentando la temperatura un grado por día hasta llegar a 28°C (óptimo) entre los 4 y 10 días siquientes, deben aparecer los inicios de la maduración (anexo 7 A).
Si se tiene un banco de reproductores en el cuál hay machos coin espermatóforos en malas condiciones es posible extraerlos o despermarlos (ver anexo 8 A) pues hay ocaciones en que las condiciones ambientales mejoran la calidad de los mismos.
Esto es necesario hacerlo una semana antes de la ablacion ocular de la hembra para obtener simultaneamente espermatóforos regenerados y hembras maduras.
(Anexo 9)
Durante la producción de huevos se pueden utilizar marcas para las primeras hembras desovadas ya sean total o parcialmente y para los machos, de esta forma podemos obtener el porciento de hembras que han desovado y reconocer los machos utilizados, siguiendo los colores de sus marcas (anexo 7 B). En el caso de - P. vannamei la regeneración ocurre dos semanas después de extraidos los espermatóforos, por lo que se utilizarán los machos correspondientes a estas marcas. Inclusive es posible seguir a los animales colocandoles alrededor del pedúnculo ocular un anillo de silicona individualizado coin varios colores y una etiquets coin diferentes números. Estas etiquetas se pegarán sobre el cefalotórax coin un pegamento (cianocrilato) para determinar la duración del ciclo de intermuda.
Diariamente se observara el estadio de desarrollo gonadal coin el fin de trasladar las hembras aptas para desovar al cuarto de desove, allí se colocarán hembras y machos en dos fregaderos coin agua corriente de modo que a la hora de inseminar no haya perdida de tiempo (mejor manipulación).
La inseminación artificial se hará a razón de un macho por hembra, la masa de esperma se colocará entre el tercero y cuarto par de pereiopodos, a nivel del orificio genital.
Es necesario recordar que esta manipulación se hará solo para especies de thelycum abierto (P. stylirostris, P. vanname, P. schmitti. En P. monodon (thelycum cerrado) la cópula ocurre de forma natural en hembras recientemente mudadas (Ver anexo 8 B, C).
La ovogenesis (Ver anexo 10) de P. stylirostris, y P. vannamei es un fenómeno rapido, dura aproximadamente 3 días y conduce al desove ; en el último estadio del desarrollo gonadal se observa una constricción del ovario a nivel del primer segmento abdominal y una turgencia de la gonada a nivel del cefalotórax. Conociendo estos elementos podremos detectar las hembras listas para el desove y la inseminacion.
En P. monodon la maduración de la gonada puede tardar 7 días o más, notandose en el último estadio un alargamiento de la misma a nivel del primer segmento abdominal, que en ocaciones puede conducir a la regresión del ovario. En caso de la gonada madura puede variar desde el amarillo beige, naranja, verde, al gris cargado. En ocaciones el desove puede ser parcial debido a la calidad de los reproductores y a los factores asosiados a este. Puede ocurrir y sobre todo en P. stylirostris que la reacción cortical de todos o una parte de los huevos no se desarrolle totalmente por lo que se obtendra un numero limitado de huevos viables, esto puede observarse por la formación de espuma rosada en el balde de cosecha del desove.
Al microscopiose puede ver el detenimiento de la emisión de los bastones corticales por lo que la membranano se forma (Ver anexo 6) ; la espuma normal (blanca) indica un buen desove.
(Anexo 5)
Los tanques de maduración deben ser totalmente negros y tener una entrada de agua por encima del nivel deseado, orientada coin el fin de aprovechar la aereación a la caida del agua, y crear una corriente circular para concentrar los detritos y sobras de comida al centro, esto se hará coin una manguera de 6 cm de diametro, la salida del agua debe ser por arriba para eliminar la grasa del alimento en la superficie del agua.
Es necesario : - disponer de reservas de agua dulce en el área de maduración para la desinfección de los tanques.
- Realizar investigaciones para conocer si el P. schmitti profiere arena o fondo sin sustrato en los tanques de maduración.
El cuarto de maduración debe mantenerse en oscuridad completa durante la noche.
Para mantener la calidad del agua la misma debe pasar por un filtro de arena (20–50 μm) de flujo reversible del tipo “BACKWASH”.
Este se limpiará dos veces por día o más en dependencia de la turbidez del agua. Se sugiere suministrar agua continua las 24 horas del día.
La salinidad debe mantenerse entre 28 – 38 ‰, si es necesario disminuirla se añade agua dulce, si por el contrario hay que aumentarla se necesitaría una toma de agua mas lejana de la costa, o disponer de un pozo para sacar agua coin salinidad más alta.
Los calentadores dispuestos a la entrada del agua y los termostatos al otro lado pueden mantener la temperatura en 28 °C durante el invierno. En el verano, cuando la temperatura sobre pase los 29 o 30°C se hace necesario disminuirla, para esto se mezclaría agua dulce fría procendente de un pozo profundo coin agua de mar.
En general la salinidad y la temperatura podrian ajustarse segun las necesidades y normas dentro de un mezclador.
Los alimentos congelados que se han utilizados son : Calamar, y Cabezas de Camarones.
El alimento vivo utilizado a sido : Almejas y Ostras. Es de señalar que estos bivalvos no estan maduros en Diciembre, además en el caso de las Almejas, se ha consumido muy poco ya que la especie fundamentalmente utilizada (“Almeja prieta” o Arca Zebra) presentan un músculo duro que no consumen los progenitores. La otra parte, aproximadamente el 30 % ha estado compuesto por “Almejas huevos” y Mejillones, que al parecer se aprovechan mejor.
En el caso de las Ostras (Ostiones o Crassostrea Rhizophorea) de tamaño promedio, su calidad disminuye después de 2 o 3 dias aunque hayan sido puestas en el mar para conservarlas.
Por lo que se hace necesario regular el suministro de alimento según necesidades del centro por 3 días cadavez, o almacenarlo en un congelador.
Se deben realizar ensayos coin otros alimentos como lombriz de tierra u otros bivalvos más grandes, también puede provarse coin jaibas y cabezas de langostas.
Además debe producirse un alimento de maduración lo más cercano posible a las necesidades de los progenitores.
En resumen para conservar y preservar los alimentos se debe prever un lugar coin un congelador, un refrigerador y un plano para condicionarlos.
En el caso de no ser posible disminuir la temperatura se puede realizar la ablación ocular unilateral en la mañana para disminuir la mortalidad.
Para la inseminación artificial es necesario disponer de baldes oscuros de 12–15 L coin tapas para el traslado de los machos y las hembras.
No debe haber ningun tipo de ruido dentro del area de maduración ni en los alrededores de la misma. A la hora de trabajar coin los progenitores debe hacerse de forma precisa y coin cuidado.
Las hembras gravidas e inseminadas son depositadas dentro de tanques en el cuarto de desove, estas desovarán de 3 a 5 horas. después, en dependencia de la especie. En este cuarto se controlarán las puestas y su calidad, asi como la cosecha de los huevos y su traslado al cuarto de eclosión, bajo condiciones de producción.
Los tanques de desove cilindrocónicos de 200 litros (diametro = 70 cm, altura cilindrica = 40 cm, altura cónica = 40 cm), deben tener tapas, y una superificie plana coin orificios, preferentemente de plastico o acrylico, que permita descansar a la hembra y a su vez la circulacion de los huevos y del agua. (Ver anexo 11)
Los huevos se recuperan en filtros cascos de 12 litros, (diametro = 25 cm, altura = 20 + 12 cm), coin mallas de 100 μm (Ver anexo 11) en canales de desague ubicados debajo de los tanques de desove.
El factor principal para un buen desarrollo de los huevos es la calidad del agua ; para lograr esto es necesario :
La renovación del agua debe ser continua aproximadamente un 25 % por hora (<1 L/MN).
La salinidad no debe sobrepasar los limites de 28 ‰ y 36 ‰.
La temperatura de los tanques de desove debe ser igual a los de maduración, o sea 28°C, para evitar stress en las hembras y garantizar el buen desarrollo de los huevos.
La aereación debe ser lo suficiente para mantener los huevos en suspension, y a su vez no estropearlos.
Por último, se debe disponer de una hembra por tanque de 200 L para disminuir el stress, aumentar la supervivencia de los progenitores y mejorar los resultados del desove. A veces se puede utilizar tanques de 500 1 (diametro = 1 m) coin 3 hembras por tanque.
Las hembras gravidas e inseminadas son depositadas en los tanques de desove, despues de desovadas, son marcadas y devueltas al tanque de maduración, en caso contrario son devueltas sin marcas.
Los tanques de desove son vaciados lentamente, y cosechados los huevos en los filtros cascos ; luego estos son pasados por un aro coin malla do aproximadamente 300 μm en un balde de 10 litros, para eliminar los detritos.
Debe determinarse la cantidad de huevos por desove y la calidad del mismo, es decir la cantidad de huevos fecundados por desove ; de esta manera se obtiene la taza de fecundación (Número de huevos fecundados/Número de huevos total).
Para lo primero, es necesario homogenizar el agua delbalde coin huevos, luego tomar una muestra de 1 ml coin una pipeta adecuada y ponerla dentro de un recipiente de cuenta, esto debe repetirse de 3 a 4 veces hasta alcanzar un numero estadistico valedero.
De una forma similar se toman aproximademente 100 huevos, - estos son observados coin lentes binoculares dentro cubiletes o salserillas de coloración, determinandose el porciento de huevos fecundados. Luego los huevos son trasladados al cuarto de eclosión.
Actualmente en la Estación de desove de Santa Cruz del Sur, las condiciones de trabajo no son las que se exigen para lograr coin altos resultados este estado del ciclo de vida de los camarones.
Por lo que es necesario tener condiciones de higiene estrictas tales como :
La manipulación de los huevos no debe hacerse fuera del agua, esto evitará cualquier detenimiento en el desarrollo de los mismos.
No deben mezclarse los desoves, de esta forma se puede medir coin más precisión los parametros necesarios para determinar la calidad del banco de reproductores y disminuir cualquier riesgo de contaminación. (Ver Anexo 13)
Doce horas despues de que las hembras hayan desovados se cosechan los nauplios.
Los tanques de eclosion utilizados se dividen en 2 partes. Primeramente los huevos a eclosionar se colocan en una caja retangular coin una malla (100 μm) dentro de un tanque. Los nauplios pasan a un segundo tanque donde son cosechados en una caja o aro coin malla de 48 μm (para no estropear las cerdas de los nauplios). Las cajas coin mallas no deben ser fijas para que se pueden quitar y limpiar. (Ver anexo 14)
Se debe seguir la metodología descrita para el desove coin la unica excepción de que no es necesario utilizar aereación, una debil corriente de agua (0,2 L/MN) es suficiente.
De forma experimental, para medir coin mas precisión la taza de eclosión, sería mejor utilizar un desove (aproximadamente 150 000 huevos) por caja de eclosión, para una densidad de 250–350 huevos/cm2 ; en caso de que la cantidad de huevos sea mayor se pueden utilizar cajas mas grandes (37 cm × 39 cm, altura = 16 cm dentro tanques de = 40 cm × 48 cm, altura = 25 cm) en las cuáles se pondrían hasta 500 000 huevos. Por último, para la cosecha de los nauplios se utilizan aros de diametro 25 cm (altura 16 cm) dentro tanques de 40 cm × 27 cm (altura = 20 cm). Ver anexo 14.
Los huevos son depositados uniformemente sobre la malla del primer tanque, evitando así los amontonamientos. El flujo debil de agua sobre el primer tanque permite la salida de los nauplios de buena calidad hacia el segundo tanque, pués estos nadan activamento mientras que los huevos que no eclosionan y nauplios malos quedarán en la malla del primer tanque ; Luego los nauplios son pasados a un cubo donde se cuentan para obtener la taza de eclosión. (Ver anexo 13, anexo 14)
Se debe seguir las mismas recomendaciones dadas para el departamento de desove (higiene, calidad de agua).
No es necesario utilizar luz para cosechar los nauplios, una debil corriente de agua es suficiente, pero es necesario controlar regularmente el flujo de agua para que los nauplios no sean contaminados coin los huevos (sustrato ideal para los parasitos).
Ocasionalmente la eclosion puede detenerse (Ver anexo 6) en esto caso se determinara la taza de eclosion real, es decir el número de nauplios sobre el número de huevos fecundados en lugar de la taza de eclosión aparente, es decir el número de nauplios sobre el número de huevos total (dependiente de la taza de fecundación).
Por último es necesario conocer el porciento de nauplios que han pasado al estadio zoea 1. De esta manera puede determinarse coin una mejor precisión la calidad del banco de reproductores (anexo 13).
(ANEXO 15)
Parametros que son necesarios controlar en las diferentes etapas del ciclo de vida de los camarones.
Cultivo intensivo :
Temperatura, oxigeno, calidad del bloom y alimentación para la
ultima fase de la cría de progenitores.
Maduración :
Temperatura, salinidad y alimentación.
Desove y eclosión :
Calidad del agua, higiene.
La manipulación de los animales debe hacerse coin cuidado para disminuir el stress. Es importante conocer el estado de salud de los progenitores (vitalidad, color, necrosis) durante todo el ciclo.
Es necesario la desinfección del área de maduración cada trimestre, y mensualmente los cuartos de desove y eclosión dejandolo secar por unos dias.
A pesar de algunos problemas en las instalaciones se pude lograr la reproducción de P. vannamei en condiciones de producción. Los técnicos de la Estación deben continuar la experiencia para renovar el banco de progenitores de P. vannamei.
Realizar una segunda experiencia de maduración coin los reproductores que se estan aclimatando en la nave de maduración.
Mantener los progenitores de los tanques de hormigón.
Resolver todos los problemas actuales de materiales en la Estación.
Realizar investigaciones acerca del cultivo intensivo y maduración de P. schmitti utilizando la tecnica descrita.
Lograr la renovación de la población de P. stylirostris que se encuentran en los estanques de tierra cuando alcancen el tamaño deseado.
Por último es importante decir que esta técnica de maduración y desove es una sucesión de toreas pequenas, cada una importante frente al resto. La metodología esta stricta, pero cuando ocurren problemas se debe actuar lo mas cercana a las condiciones optimales.
ANEXO 1 : DATAS PROMEDIAS Y LIMITES DE LOS PARAMETROS FISICO QUIMICOS NECESARIOS
DURANTE UNAS ETAPAS DEL CICLO DE VIDA DE
P.vannamei y P.stylirostris
| Temperatura (°C) | Salinidad (‰) | pH | Luz | Oxigeno disuelto (% S) | Aeracion | Recambio de agua % por dia % por hora | ||
| CRIA DE PROGENITORES (Cultivo intensivo) | P.vannamei | 26–30°C | 28 – 38 | 7,5 – 8,5 | 30–50% de la luz natural | 50 | Fuerte | 15 D 0,006 H |
| P.stylirostris | 24–30 | |||||||
| MADURACION | 26–30 | " | " | Artificial (40 W) | 100 | Escasa | 400 D 17 H | |
| DESOVE | " | " | " | Noche | " | Ligera | 600 D 20 H | |
| ECLOSION | " | " | " | Artificial o natural | " | Ninguna | 900 D 35 H |
A N E X O 2
CRITERIOS DE CANTIDAD Y CALIDAD DEL ESPERMA DE LOS PENEIDOS
1. CRITERIOS MORFOLOGICOS
2. TECNICA MICROSCOPICA
Pincipio : Teñir coin acridina - naranja y debajo luz proveniente de una lampara de mercuro. El ADN y ARN emiten respectivamente coloraciones verdes y rojo (diferencias de oxidación de los acidos nucleicos). Experimentalmente se nota una disminución de la calidad de los espermatóforos cuando el color pasa del verde amarillo al naranja rojo.
La técnica : los espermatoforos son fijados 8 horas dentro una solución de formol al 10 %, luego el espermatóforo es tritulado dentro de 2 ml de una solución salina sin Ca 2+ (ver composición) en la cual el PH es ajustado a 7,4 coin HCL.
Posteriormente se añaden 2 gotas de acridina naranja coin homogenización ; luego de 2 min. de reposo se pone 0,05 ml (una gota) de esta solución entre un porta y un cubre objecto. coin los volumenes de 2 ml y 0,05 ml, superficie de la lamina, micrometro ocular y las medidas del microscopio se pueden contar los espermatozoides.
COMPOSICION DE LA SOLUCION
| Na CL | ---------------- | 21,63 g | Mg SO 4 7 H2O | ---------------- | 4,93 g |
| K CL | ---------------- | 1,12 g | Q SP | ---------------- | 1 000 ml |
| H 3 BO 3 | ---------------- | 0,53 g | |||
| Na OH | ---------------- | 0,19 g |
La solucion de acridina naranja de 0,1 % se puede utilizar de 10 o 15 días después de preparada.
A N E X O 3
A - RELACION DE PESOS (g) UTILIZADOS PARA LA SELECCION DE PROGENITORES, EN ALGUNAS DE LAS ESPECIES CULTIVADAS ARTIFICIALMENTE
| MACHOS | HEMBRAS | |||
| MINIMO | OPTIMO | MINIMO | OPTIMO | |
| P. vannamei | 25 | 30 g | 30 | 45 |
| P. stylirostris (Mexico, Panama) | 25 | 35 g | 30 | 45 |
| P. stylirostris (Ecuador) | 40 | 55 g | 50 | 65 |
| P. monodon (I. Fidji) | 30 | 40 g | 60 | 80 |
| P. monodon (Taiwan) | 70 | 90 g | 110 | 140 |
B - RESULTADOS PROMEDIOS DE LOS DESOVES OBTENIDOS CON TRES ESPECIES DE PENEIDOS CRIADOS EN CAUTIVERIO Y RESULTADOS DESEADOS PARA P. SCHMITTI (CONTRATO FAO)
| PRODUCCION DESDE ANOS (AQUACOP) | EMPEZO | |||
| P. MONO | P. VANNA | P. STYLI | P. SCHMITTI | |
| INDICE DE DESOVE | 1,5 | 3,0 | 4,0 | 1,0 |
| NO. HUEVOS POR DESOVE | 200 000 | 120 000 | 180 000 | 80 000 |
| TAZA DE FECUNDACION % | 69 | 40 | 50 | 35 |
| TAZA DE FEECLOSION % | 80 | 70 | 70 | 70 |
| NO NAUPLIOS POR DESOVE | 104 00 | 33 600 | 63 000 | 20 000 |
ANEXO 4 : ESTANQUE DE HORMIGÓN DE 70 M2 en SANTA CRUZ dee SUR (Altura de agua : 40 cm. debe ser lm)
ANEXO 5: TANQUE DE MADURACIÓN
ANEXO 6
DESARROLLO NORMAL DE UN HUEVO DE PENAEUS Sp.
EJEMPLOS DE DETENIMIENTO DEL DESARROLLO
ANEXO 7 :
ANEXO 8 :
A) 
B) 
C) 
A N E X O 9
MANTENIMIENTO DEL CUARTO DE MADURACION
| 8 : 00 AM . | 1) Abrir la puerta |
| 2) Medir la temperatura y ajustar los calentadores, chequear la aereación y renovación del agua. Medir la salinidad. | |
| 3) Sacar las conchas de los tanques y luego sifonear. | |
| 4) Anotar las observaciones en el cuaderno de maduración (T°, muestras, mudas, cantidades de sobre de comidad). | |
| 5) Apagar la luz. | |
| 6) Proporcionar la primera comida | |
| 8 : 30 AM . | 1) Seleccionar las hembras maduras listas para el desove, ponerlas en cubos negros coin tapas. |
| 2) Seleccionar los machos coin espermatóforos de buena calidad, a razón de un por hembra y ponerlos en cubos oscuros coin tapas. | |
| 3) Dentro del cuarto de desove, inseminar las hembras y ponerlas en los tanques. | |
| 4) Marcar los machos coin una anilla de color y devolverlos a su tanque. | |
| 12 : 00 PM . | - Dar la segunda comida |
| 2 : 00 PM . | - Marcar las hembras que han desovado coin una anilla, anotar el tipo de desove y devolverlas a su tanque. |
| 4 : 00 PM . | - Proporcionar la tercera comida |
| 8 : 00 PM . | - Abrir la puerta del cuarto de maduración y dejar pasar la luz del laboratorio. |
| 8 : 30 PM . | 1) Encender la luz |
| 2) Proporcionar la cuarta comida | |
| 3) Medir T°C y otros parametros (ver mañana) | |
| 4) Cerrar la puerta. |
ANEXO 10 : ESTADO ULTIMO DE DESARROLLO GONADAL PARA TRES ESPECIES DE PENEIDOS TROPICALES.
 |  |
ANEXO 11 :TANQUE DE DESOVE
A N E X O 12
MANTENIMIENTO DE LAS UNIDADES DE DESOVE Y ECLOSION
8 : 30 AM . Preparación de los tanques de desove
9 : 00 AM . Inseminación artificial en el cuarto de desove (ver maduración.
10 : 30 AM . 1) Contar los nauplios de los desoves del día precedente en un balde de 10 litros antes de su traslado a la cria larval.
2) Limpiar los tanques de eclosión y el material utilizado
2 : 30 PM . 1) Marcar las hembras que han desovado y volver las a su tanque.
2) Tomar una muestra de cada puesta para medir la calidad del desove o taza de fecundación.
4 : 30 PM . 1) Vaciar lentamente los tanques de desove y luego limpiar los huevos coin una malla de 300 μm dentro de un balde de 10 litros.
2) Preparar los tanques de eclosión.
3) Contar los huevos tomando muestras de 1 ml ; y luego tomar otra para determinar la calidad de los mismos.
4) Traslado de los huevos a los tanques de enclosión.
5) Limpiar el cuarto de eclosión (tanques, materiales).
6 : 00 PM . Anotar toda la información del día en el cuaderno de maduración y en el reporte diario de producción.
A N E X O 13
REPORTE DIARIO DE MADURACION
| Fecha | Tanque Maduracion | Tanque Desove | Tipo Desove | Numeros Huevos | Taza Fecun | Taza Eclos | Numero Nauplios | Paso N→Z1 |
| Total | ||||||||
| Prom. |
ANEXO 14 : TANQUE DE ECLOSIÓN
VISTA SUPERIOR
VISTA LATERAL
A N E X O 15
LISTA DE LO QUE FALTO Y QUE NECESITA PARA LOGRAR LAS ETAPAS DE MADURACION Y DESOVE DEL CICLO DE VIDA DE P. SCHMITTI, P. VANNAMEI Y P. STYLIROSTRIS
1 - CRIA DE PROGENITORES EN CULTIVO INTENSIVO :
2 - MADURACION
3 - DESOVE
Construir :
4 - ECLOSION
